M1 Biodiversité, Génomique et Environnement

Julie Fiévet, Xavier Rognon, Margaux Jullien (APT).

8 créneaux de 3h, dont 2 TD dédoublés en demi-groupes (1 en salle informatique).

- Cours introductif (3h) : principales notions de génétique des populations. - TD (3h) : influence des régimes de reproduction sur la diversité génétique. - TD info (3h) : effet de la sélection et de la dérive sur l’évolution des populations. - TD (3h) : balance entre mutation et sélection, cryptopolymorphisme. - TD (3h) : le polymorphisme en populations naturelles. Examen blanc. - Cours (3h) : diversité des animaux d’élevage. - Cours (3h) : diversité des plantes cultivées. - Cours (3h) : origine de la biodiversité spécifique, processus de spéciation.

Objectifs:
Ce module a pour but de présenter la notion de biodiversité dans son ensemble avec une emphase particulière sur son aspect génétique. Elle sera dans un premier temps introduite d'un point de vue historique et conceptuel puis étudiée d'un point de vue appliqué en distinguant ses composantes (diversité des populations naturelles, cultivées, d’élevage), et enfin seront abordés les processus à l’origine de la diversification biologique (spéciation). La première partie du module portera sur la révision et la consolidation des bases de la génétique des populations, au cours de laquelle les étudiants réfléchiront sur les mécanismes évolutifs générant de la diversité génétique au travers d’exemples concrets sous forme de problèmes et de simulations informatiques (séquence comprenant une séance de cours et 4 séances de TD dont une sur ordinateur, avec un examen blanc en fin de séquence). La deuxième partie portera sur des aspects appliqués des notions étudiées dans la première séquence, concernant la diversité des plantes cultivées et des animaux d’élevage, ainsi que le processus de divergence spécifique à l’origine de la diversité d’espèces dans les populations naturelles (séquence de 3 cours/conférences).

- Henry JP & Gouyon PH, Précis de génétique des populations, Ed Dunod - Rossignol JL et al, Génétique. Gènes et génomes, Ed Dunod.

Septembre - Octobre - Novembre.

PARIS

Loïc Rajjou, Pr AgroParisTech (coordinateur) Alia Dellagi, Pr AgroParisTech Karine Alix, Pr AgroParisTech Lelandais Christine, MCU, Université de Paris Majeran Wojciek, MCU, Université de Paris Annick Méjean, PR, Université de Paris Nicolas Meunier, MCU, Université de Versailles Saint-Quentin-en-Yvelines Olivier Sandra, Chercheur, INRA Eric Pailhoux, Chercheur, INRA.

Les cours abordent les grandes fonctions physiologiques chez les végétaux, les animaux et les microorganismes, mettant en évidence la diversité et l’évolution des organismes vivants, les adaptations ou spéciations : Métabolisme carboné chez les microorganismes et chez les plantes, reproduction animale et végétale, respiration animale, interactions hôte-pathogène. Les trois séances de TD sont dédiées à la réalisation d’une affiche à partir d’un article scientifique présentant des approches pluridisciplinaires en physiologie. Une journée est consacrée à la présentation orale (au choix en anglais ou en français) des affiches écrites en anglais. A l’issue de cette journée, le prix de la meilleure affiche est décerné par le jury constitué de l’ensemble des étudiants.

Cette UE a pour objectif d’illustrer la diversité des processus physiologiques mis en oeuvre par les organismes vivants. Des exemples de fonctions physiologiques associées à des adaptations ou des spéciations seront illustrés aussi bien chez les procaryotes que chez les eucaryotes. L’accent sera mis sur les approches pluridisciplinaires qui permettent d’étudier ces mécanismes physiologiques à diverses échelles (organe, organisme, population). A travers la réalisation d’une affiche, les étudiants seront aussi formés à la recherche bibliographique et la communication scientifique.
Contenu
Cours/conférences : 16,5h
Cours (13,5h) : Diversité et évolution des organismes vivants, grandes fonctions associées à des adaptations ou spéciations, approches pluridisciplinaires en physiologie (3h), Métabolisme carboné chez les microorganismes (3h) et chez les plantes (1,5h), reproduction végétale (1,5h), respiration animale (3h) et interactions hôte-pathogène (1,5h)
Conférences (3h) : Reproduction animale
TD : réalisation d’une affiche scientifique (7,5h)
Au terme de cette UE, l’étudiant pourra reconnaître et comparer les grandes fonctions physiologiques au sein des différents règnes et les illustrer par quelques exemples d’adaptations ou de spéciations; pourra décrire et analyser les résultats obtenus avec différentes méthodologies s’appliquant à diverses échelles (organe, organisme, population) et traduisant une approche interdisciplinaire de la physiologie.

Septembre - Octobre - Novembre.

PARIS

HEAMS, Thomas, MC AgroParisTech intervenants ponctuels.

Contenu: Sont abordées les questions suivantes : • Le concept de méthode scientifique à travers les âges. • Créer de la vie : defi technique ou défi théorique ? • Qu'y a-t-il derrière un concept : histoire de la notion de programme génétique. • Histoire des réceptions critiques du darwinisme. • Doute nécessaire, doute instrumentalisé : le scientifique face à l'inconnu. • Qu'est-ce qu'une imposture scientifique ?

Évaluation: Présentation orale ou écrite - Assiduité et participation • Science et société : nouvelles formes d'expertise, panels citoyens, débats public. • Regards de philosophe sur l'Animal. Conférences par des enseignants d'AgroParisTech ou invités- Etudes de textes et documents audiovisuels – Débats – Présentations Orales. Développement de la démarche critique et de l'esprit de curiosité scientifique.

Objectifs:
L'histoire et la philosophie des sciences sont un complément nécessaire à la formation de l'esprit scientifique.
L'objectif de cet enseignement est de proposer une introduction à ces domaines, par le biais d'études de cas choisis dans les sciences du vivant. Il s'agit de développer une réflexion critique et autonome sur les méthodes et les objets de la science en général et de la biologie en particulier.

Septembre - Octobre - Novembre.

PARIS

Moussa Benhamed Pr Université de Paris (coordinateur) Jean-Luc Ferat MC Université de Versailles Saint-Quentin-en-Yvelines (coordinateur) Bénédicte Sturbois Pr Université d’Evry Val d’Essonne (coordinateur)

Equipe pédagogique : Karine Alix, Pr AgroParisTech Moussa Benhamed, Pr Université de Paris Jean-Luc Ferat, MC Université de Versailles Saint-Quentin-en-Yvelines Sophie Filleur, MC Université de Paris Florence Garnier, MC Université de Versailles Saint-Quentin-en-Yvelines Marc Nadal, Pr Université de Paris Bénédicte Sturbois Pr Université d’Evry Val d’Essonne.

En TD (9h) seront abordées les notions de gène et combinaison modulaire, duplication des génomes chez les eucaryotes, modification des histones et expression des gènes.

Cours magistraux pour définir les concepts nouveaux. TD de réflexion sur les concepts vus en cours ou exercices de mobilisation des connaissances pendant les cours.

Objectifs : Acquérir les connaissances fondamentales de l’organisation des génomes de bactéries, d’archées et d’eucaryotes. Connaître les principaux mécanismes impliqués dans l’évolution structurale des génomes et dans la dynamique de régulation de leur expression.

Contenu :
1. Organisation des génomes de bactéries, d’archées et d’eucaryotes (6h). On insistera sur les spécificités des génomes de chaque domaine du vivant en cherchant à mettre en évidence leurs similarités et leurs différences. Les compartiments codants et non-codants du génome seront décrits en détail, et présentés comme jouant un rôle majeur dans la création de diversité génomique. Les méthodes de séquençage nouvelle génération sont abordées ainsi que leurs applications. Les dernières connaissances acquises sur les génomes des virus et mégavirus seront exposées.
2. Introduction à la dynamique des génomes (4,5h) : caractérisation des processus impliqués dans la dynamique structurale des génomes (recombinaison, duplication, transposition dans l’évolution des structures chromosomiques).
3. Relations entre structure des génomes et expression des gènes (4,5h). Organisation des gènes (domaines protéiques) ; organisation chromatinienne (euchromatine, hétérochromatine) ; expression des gènes (modification d’histones) ; épissage alternatif.

Septembre - Octobre - Novembre.

PARIS

Elodie Marchadier, MC Université Paris Sud Sébastien Ollier, MC Université Paris Sud.

Tout l’enseignement, cours et travaux pratiques (en salles informatique) est obligatoire et présentiel.

L’objectif est d’apporter aux étudiants quelques notions de statistiques non développées en L, tout en restant dans les limites de ce qui peut être raisonnablement acquis dans le temps d’un module court. L’accent est mis sur les tests statistiques paramétriques.
Contenu :
Cours + exercices sur Excel et R (Rcmdr).

Septembre - Octobre - Novembre.

ORSAY

Sophie Netter, Anne-Marie Pret, Frédéric Crémazy, Agnès Baudin-Bailleu.

Au cours de cette UE, les étudiants seront amenés à: - Produire des réponses à des questions spécifiques, données par les enseignants, portant sur les revues scientifiques et les argumenter au cours d'une discussion avant les cours/conférence

- Participer aux cours/conférences et engager des discussions sur les thèmes traités soit au niveau scientifique, soit au niveau technique

- Analyser à l'aide de l'informatique les alignements entre des séquences issues du crible génétique basé sur les insertions génomiques aléatoires des éléments mobiles et celles dans les bases de données des séquences génomiques et d'éléments mobiles

- Réaliser une recherche bibliographique pour identifier un article d'intérêt concernant le gène candidat issu du crible génétique et l'identification du site d'insertion dans le génome d'un élément mobile

- Faire un exposé oral synthétique du travail personnel d'informatique et bibliographique.

Au terme de cette UE, les étudiants seront capables de:

- Différencier les mécanismes du contrôle de l'expression génique reposant sur l'information génétique au niveau de séquences cis-régulatrices des gènes de ceux régulés par des processus épigénétiques

- Expliquer plusieurs mécanismes épigénétiques du contrôle de l'expression génique agissant au niveau de la chromatine, des ARN non codants, de la conformation 3D des chromosomes et des protéines prions.

- Décrire et interpréter les données scientifiques présentées dans des revues portant sur les thèmes traités dans les cours/conférences.

- Interpréter l'effet mutagène des éléments mobiles sur l'expression génique selon leurs sites d'insertion dans les différentes régions régulatrices ou codantes des gènes

- Déterminer des gènes candidats dont l'expression est modifiée par l'insertion d'un élément mobile en exploitant des données de séquences obtenues suite à un crible génétique

- Utiliser des programmes informatiques d'alignement de séquences pour comparer ces séquences expérimentales à celles présentes dans les bases de données des génomes et des éléments mobiles

- Interpréter l'annotation des gènes dans les bases de données des séquences des génomes.

Les cours/conférences de cette UE reposent sur les thèmes traités dans les revues suivantes données en titre d'exemple. Les revues utilisées peuvent changer d'une année à l'autre.

Atkinson et al. (2016) Prion protein scrapie and the normal cellular prionprotein. Prion 10:63-82

Bonev and Cavalli (2016) Organization and function of the 3D genome. Nat. Rev. Genet. 17:661-678.

Blein and Laufs (2016) MicroRNAs (miRNAs) and Plant Development. In: eLS. John Wiley & Sons, Ltd: Chichester.

Dykes and Emanueli (2017) Transcriptional and Post-transcriptional Gene Regulation by Long Non-coding RNA

Janvier - Février.

VERSAILLES

Benoît Alunni, MCF Université Paris Sud Alia Dellagi, Pr AgroParisTech Marie Dufresne, Pr Université Paris Sud Marie Garmier, MCF Université Paris Sud Stéphanie Pflieger, MCF Université Paris Diderot Ivan Sache, Pr AgroParisTech Jean-Marc Seng, MCF Université Paris Sud.

L’UE se déroule sur deux semaines consécutives à l’Institut des Sciences des Plantes de Paris Saclay (bât. 630, université Paris Sud/Paris Saclay, Orsay). Les cours permettent de constituer un socle de connaissances sur les interactions plantes-microorganismes, du côté des plantes comme des microorganismes. Ces notions sont illustrées et renforcées lors de TD interactifs reposant sur l’analyse de résultats issus d’articles scientifiques. Des techniques couramment utilisées en phytopathologie sont mises en œuvre en TP pour caractériser le niveau de résistance de différents génotypes de la plante modèle Arabidopsis thaliana à différents agents pathogènes. Tout au long de l’UE, les étudiants travaillent en groupe, avec l’accompagnement d’un enseignant référent, sur une interaction plante-microorganisme pour en faire une présentation orale synthétique notée avec un support type affiche scientifique ou présentation Powerpoint. L’évaluation comporte également un examen écrit (hors UE) de 2h.

Les plantes interagissent avec les microorganismes dans leur environnement et doivent continuellement s’adapter à ceux-ci. Les microorganismes peuvent ainsi exercer des interactions négatives (pathogènes) ou bénéfiques (symbioses) sur les végétaux dans les écosystèmes naturels et les agrosystèmes. Cette problématique est particulièrement d’actualité, dans un contexte où les pratiques agricoles doivent garantir les rendements tout en préservant l’environnement.
A l’issue de l’UE, les étudiants seront capables de décrire : 1) la biologie des principaux microorganismes (champignons, bactéries, virus) parasitaires et symbiotiques en association avec leurs plantes hôtes et leurs stratégies d’infection et de colonisation des plantes, 2) les stratégies permettant aux plantes de contrôler ces microorganismes (immunité), 3) les facteurs épidémiologiques impliqués dans l’apparition et la propagation des maladies et 4) les principales méthodes de protection pour la gestion durable des maladies. A l’issue des TP, les étudiants auront identifié et mis en œuvre des techniques classiquement utilisées en pathologie végétale pour déterminer le niveau de résistance d’une plante à différents agents pathogènes. Les étudiants seront capables de réunir, en un temps limité, les éléments clés d’une thématique en pathologie végétale afin d’en faire une restitution orale dans un format imposé.

- Phytopathologie , Philippe Lepoivre, 2003, De Boeck Supérieur - Plant Pathology, Agrios, 5th ed, 2005, Academic Press - Symbiose, Marc-André Selosse, 2000, Vuibert - Hungry Planet: Stories of Plant Diseases, Gail L. Schumann and Cleora J. D’Arcy, 2017,.

Janvier.

ORSAY

Cécile GASSE, MCF, UEVE, section 32 Cécile FISCHER, MCF, UEVE, section 65 Isabelle SALARD-ARNAUD, MCF, UEVE, section 32.

L’UE comporte une partie théorique (CM) permettant d’exposer les bases de biologie moléculaire, physiologie bactérienne et biochimie permettant de parvenir aux objectifs de production de protéines recombinantes fonctionnelles et l’état de l’art des techniques expérimentales récentes et couramment utilisées pour y parvenir. Elle se poursuit par une partie pratique (TP) étalée sur 4 jours pendant laquelle l’étudiant pourra prendre en main de façon individuelle, et mener à bien les différentes étapes d’une production et purification de protéines en système procaryote, à l’échelle du milligramme, grâce à un équipement standard de laboratoire.

Les objectifs de l'UE sont les suivants :
(a) Disposer d’une vision d’ensemble d’un éventail actualisé d’outils de biologie moléculaire et biochimie permettant : (i) d'exprimer une protéine recombinante en système procaryote en répondant à divers objectifs d’un cahier des charges (niveau d’expression, localisation, détection et purification) ; (ii) de la purifier par différentes techniques de chromatographie et de la caractériser
(b) Discuter et analyser les points forts et les points faibles des systèmes choisis
(c) Appréhender une situation de laboratoire et disposer de solides compétences pratiques (maîtrise de l’usage d’équipements et de protocoles, autonomie, rigueur)
(d) Formuler et formaliser dans une production écrite des procédures et résultats assurant la traçabilité des échantillons biologiques manipulés et la restitution d’un travail expérimental.
A l’issue de l’enseignement, les étudiants seront en mesure, à partir d’une question biologique, de proposer une stratégie expérimentale telle qu’elle peut être présentée dans un travail scientifique, de mettre en œuvre de façon autonome un protocole pour préparer et purifier une protéine d’intérêt, et de produire et mettre en forme des documents écrits permettant de suivre ce travail.

Protein production and purification Structural Genomics Consortium, Nature Methods volume 5, pages135–146 (2008)

Overview of the Purification of Recombinant Proteins P. T. Wingfield. Curr Protoc Protein Sci. 2015; 80: 6.1.1–6.1.35. doi: 10.1002/0471140864.ps0601s80

Repliement et production de protéines recombinantes Jean-Michel Betton, Alain Chaffotte, Med Sci (Paris). 2005 Jun-Jul;21(6-7):613-7. Texte disponible à l’adresse suivante : https://www.medecinesciences.org/fr/articles/medsci/pdf/2005/06/medsci2005216-7p613.pdf

Wiesler, S. C., Weinzierl, R. O. High-throughput Purification of

Janvier.

EVRY

Florence Garnier (UVSQ) Guillaume Sapriel (UVSQ) Véronique Monnet (INRA jouy) Catherine Dauga (Institut Pasteur).

La totalité de l’enseignement se déroule sur une semaine, en alternant dans la mesure du possible les cours magistraux et les TD.

Cette unité d’enseignement vise à présenter l’étude des micro-organismes dans un contexte d’écologie microbienne. Comprendre les différents types d’interaction possible entre micro-organismes est un enjeu majeur dans la maîtrise des écosystèmes. Dans le cadre d’une interaction entre individus de même espèce, il s’agira d’acquérir les bases sur les différentes voies de communications. En revanche, le maintien de populations microbiennes différentes au sein d’une même niche écologique sera illustré en terme de compétition par la production de biocine, et en terme de coopération par le biais d’interaction métabolique. Dans un contexte évolutif seront abordés les processus d’endosymbiose primaire, secondaire voire tertiaire pour illustrer la diversité de bons nombres de taxons phylogénétiques regroupant des micro-organismes. L’acquisition de certains organites par des micro-organismes est un phénomène qui se produit encore à l’heure actuelle mais pour lequel l’organite est voué a priori à être temporaire. Une présentation générale des différentes méthodes de phylogénie moléculaire sera également réalisée afin de mieux comprendre les difficultés auxquelles sont confrontées les scientifiques lors de l’étude de la biodiversité des micro-organismes.

Brock Biologie des microorganismes de M.T. Madrigal et J.M. Martinko, Edition Pearson. Microbiologie de Perry Stanley aux éditions Dunod.

Janvier.

VERSAILLES

Stéphane Chaillou, Jean-Luc Ferat. En plus, chaque année, une équipe pédagogique temporaire sera mobilisée (INRAE /I2BC ; la question de recherche sera portée par une équipe différente chaque année). Cette équipe pédagogique comprendra au moins 5 personnes qui viendront en appui aux responsables.

Présentiel (cours magistral ; TP) au sein d'un laboratoire. Mini-stage. 4 semaines au semestre 1. Session 1 et session 2 : Session 1 50% CC et 50% oral. Pas de session 2.

Sensibilisation aux méthodes d’étude des micro-organismes cultivable ou non-cultivables qui représentent l’essentiel de la biodiversité d’un microbiote. Préparation des ADNs pour construire des analyses de métagénétique et de métagénomique de la diversité microbienne d’écosystèmes complexes. Collecte d’échantillons d’écosystèmes de la chaine alimentaire de l’homme; aliments, microbiote intestinal humain (homme et rongeurs gnotobiotiques) sur les sites de l’INRAE (Jouy-en-Josas), eaux/dépollution sur le site d’Antony). Selon les stratégies envisagées pour répondre à la question de recherche posée, les analyses comprendront l’obtention des ADN métagénomiques, l’analyse de la diversité phylogénétique des écosystèmes par PCR quantitative ciblant les ADNr 16S des genres dominants au sein des domaines Bactérie, Archées, Champignons. Marquage fluorescent et cytométrie en flux. Observation des virus et bactériophages par microscopie électronique à transmission et des autres acteurs par microscopie électronique à balayage. Préparation des banques et séquençage haut débit des ADNr 16S
Comparaisons statistiques entre les échantillons d’un même écosystème (prélèvement dans le temps, disposition spatiale etc). Prise en compte des facteurs confondants et variables appariées.
Visualisation des données de séquences et de la structure des écosystèmes.

Novembre - Décembre.

JOUY-EN-JOSAS

Christine LeLain Université Paris-Sud Kristin Kuster Université Paris-Sud Isabelle Jammes Université Paris-Sud Helen Curran Université Paris-Sud.

Début septembre :Test de niveau Septembre-Octobre-novembre : 8 semaines de TD de 3h et 3 semaines de TD de 2H suivi par une certification Janvier : certification.

Techniques de la présentation orale en sciences, rédaction d'abstract, décrire des graphiques, des expériences, simulation d’une conférence scientifique avec interaction, introduction à la certification en anglais
Un groupe (15-20 étudiants de bon niveau peuvent participer à un program de communication interculturel.Il s’agit de 8 semaines de visioconférences avec des étudiants étrangers (voir www. soliya.net), suivi par un rapport écrit et une présentation orale.

Septembre - Octobre - Novembre - Décembre - Janvier.

GIF-SUR-YVETTE

L. Fonbaustier, Pr, (U. Paris-Sud) , V. Daux, MC, Université Versailles Saint Quentin en Yvelines, Benoît Gabrielle, MC, (AgroParisTech).

Contenu: Les conférenciers sont des professionnels du monde académique ou privé bénéficiant d’une reconnaissance dans leur discipline. Les conférences se rapporteront aux thématiques suivantes : Sociétés et environnement Economie de l’environnement Droit et politique de l’environnement Aménagement du Territoire, géographie Energies/Déchets Ecologie et biodiversité Biologie intégrative Sécurité alimentaire Santé et alimentation

Évaluation: Rapports écrits sur les conférences, après tirage au sort du sujet à traiter. Pas de seconde session.

Objectifs:
Acquérir des bases sur les interactions entre « Biodiversité, Alimentation et agriculture, Société, Environnement » dans des disciplines connexes au domaine d’étude
Rencontrer des étudiants de formations différentes pour acquérir un vocabulaire et des références communes, échanger, s’enrichir mutuellement.
Compétences:
Etre capable d’interagir avec tous types de professionnels dans le domaine de l’environnement, du climat, de la biodiversité, de l’alimentation et de leurs interactions avec les sociétés. Posséder une vision large des questions environnementales, s’appuyant sur des connaissances diversifiées (scientifiques, juridiques, économiques, etc) et avoir, de ce fait, un recul par rapport à sa discipline d’origine.
Compétences complémentaires:
Compétences complémentaires acquises par l'étudiant durant cette UE :
- Capacité à synthétiser les principaux éléments d’un discours
- Capacité à présenter de manière concise sans excès de simplification des problématiques complexes dans ou en dehors du champ disciplinaire principal
- Expression orale (au travers des questions à énoncer en public ?)
Cette UE forme un ensemble qui vise à améliorer les capacités d’expression des étudiants tout en améliorant leur culture générale dans le domaine de l’Environnement.

La lecture des ouvrages auxquels il sera fait référence pendant les conférences est recommandée.

Septembre - Octobre - Novembre - Décembre.

ORSAY

Lelandais-Brière Christine, Université de Paris (coordinateur) Anita Boisramé, AgroParisTech ; Nathalie Boudet, Université Evry Val d'Essonne ; Véronique Brunaud (INRA) ; Jean-Luc Caccas, AgroParisTech ; Pierre Calvel, AgroParisTech ; Stéphane Chaillou, INRA ; Natalia Conde e Silva, U Paris-Sud/Paris-Saclay ; Marie Dufresne, U Paris Sud/Paris-Saclay ; Sophie Filleur, U . Paris ; Florence Garnier, Université de Versailles Saint-Quentin-en-Yvelines ; Sandrine Middendorp, U. Paris ; Sylvie Soues, U. Paris ; Bénédicte Sturbois, Université Evry Val d'Essonne ; Colin Tinsley, AgroParisTech ; Vincent Sauveplane, AgroParisTech.

L’UE s’organise de la façon suivante : - Etude de l’accession (TP, salles informatiques, 21 h) - Bases de bio-informatique (TP, salles informatiques, 12h) - Comment étudier un gène ou une protéine ? méthodologies de biologie moléculaire (6h) - Formalisme scientifique (6h TD).

Au cours de cet enseignement, les étudiants apprendront à
1) rechercher de façon exhaustive puis synthétiser les informations accessibles dans les bases de données publiques concernant la structure et la fonction d'un gène d’intérêt (données bibliographiques et bases de données génomiques)
2) utiliser de façon raisonnée certains logiciels permettant l’analyse de séquences nucléotidiques et protéiques
3) identifier une question biologique pertinente à partir de leur synthèse
4) concevoir un mini-projet de recherche, destiné à répondre à cette question biologique et à approfondir les connaissances autour du gène et de sa fonction.

Septembre - Octobre - Novembre.

PARIS

C. LELANDAIS, Université de Paris (coordinatrice) K. ALIX, AgroParisTech B. ALUNNI, Université Paris Sud M. CREN-REISDORF, Université de Versailles Saint-Quentin-en-Yvelines A. DELLAGI, AgroParisTech Y. DEVEAUX, Université Paris Sud JD FAURE, AgroParisTech J. FIEVET, AgroParisTech S. FILLEUR, Université de Paris B. GAKIERE, Université Paris Sud (coordinateur) M. GARMIER, Université Paris Sud P. GERARD, AgroParisTech A. GRATIAS-WEILL, Université Paris Sud S. PFLIEGER, Université de Paris L. RAJJOU, AgroParisTech B. STURBOIS, Université Evry Val-d'Essonne Jean-Luc Ferat (UVSQ) (coordinateur) Florence Garnier (UVSQ) Stéphane Chaillou (INRA Jouy) Pierre Brézellec (UVSQ) Pierre Calvel, AgroParisTech (coordinateur) Philippe Schmidely, AgroParisTech Christelle Loncke, AgroParisTech Thomas Heams, AgroParisTech.

Evaluation : 50% écrit et 50% oral.

Stage en laboratoire ou en entreprise (2 mois, de mi-avril à mi-juin).

Contribuer à un projet de recherche en s'intégrant dans une équipe tout en faisant preuve d'autonomie et d'initiative ; mettre en œuvre une démarche scientifique pour répondre à une problématique donnée ; recueillir, analyser et synthétiser les informations de la bibliographie ; analyser et présenter à l'oral et à l'écrit des résultats expérimentaux.

Avril - Mai - Juin.

en laboratoire ou en entreprise

Jean-Luc Ferat, Anne-Marie Pret.

Cette UE est découpée en 3 parties. Au cours de la première partie, les éléments génétiques impliqués dans la Dynamique des Génomes, ainsi que les fonctions biologiques associées, seront définies. La deuxième partie portera sur l’impact des éléments génétiques précités sur la pathogénicité, l’expression des gènes, l’émergence de nouveaux gènes et sur l’adaptation des organismes à leur environnement. Enfin, dans la 3e partie de ce module, des cas emblématiques de domestication d’éléments mobiles seront étudiés (évolution transposon/intron, la télomerisation chez Drosophila melanogaster, le Mating Type chez Saccharomyces cerevisiae, la recombinaison VDJ, la transition micronoyau/macronoyau chez les ciliés). Ces exemples représentent sans doute la meilleure illustration de l’importance des éléments mobiles et l’une des raisons de leur diversité.

Cette UE poursuit deux objectifs. Le premier est de rendre compte de l’élasticité des génomes et de montrer l’importance des éléments mobiles dans cette élasticité et donc dans l’adaptation des génomes à leur environnement. Le deuxième objectif mettra l’accent sur l’importance des éléments mobiles au travers de leur domestication dans le renouvellement, le remplacement et la création des fonctions biologiques devenues essentielles pour l’organisme hôte.

Février - Mars - Avril.

VERSAILLES

Stéphane Chaillou (INRA Jouy).

L’organisation pratique de l’UE se décline en cours magistral, TD et TP. Les TD seront réalisés sur des jeux de données tests, puis seront mis en pratique sur des jeux de données inconnus (cf. UE Cours Pratique) dont l’analyse constituera une partie de l’évaluation des connaissances.

Connaissances et mise en œuvre des outils moléculaires et bio-informatiques pour l’analyse d’écosystèmes microbiens par des approches de métagénétique (e.g. séquençage d’amplicon du gène 16S ; ou d’autres marqueurs selon l’écosystème microbien étudié). Connaissance des principes d’écologie microbienne descriptive et fonctionnelle. L’UE est construite de manière à tirer plein profit de l’UE cours pratique de biodiversité génomique qui visera à comparer plusieurs échantillons prélevés soit dans un écosystème microbien alimentaire, soit à partir du microbiote digestif humain ou animal ou encore de digesteurs biotechnologiques de traitement des bio-déchets. Les connaissances descriptives et fonctionnelles de ces écosystèmes seront présentées en cours magistraux et l’acquisition des compétences nécessaires au traitement de données seront abordés en TD et en TP. L’accent sera mis sur l’étude critique des différentes étapes d’analyses par des outils bio-informatiques facilement utilisables pour des microbiologistes et implémentés sur un interface Galaxy ou de Package de Biostatistique R spécifiques des études d’écologie moléculaire (e.g. package Phyloseq).

Février - Mars - Avril.

VERSAILLES

Jean-luc Ferat, Emmanuelle Maguin, florence Garnier, stephane chaillou, Frederic Cremazy.

Les étudiants devront préparer une session de meeting. Ils auront pour tâche de lire les abstracts correspondant à cette session et de définir un choix de conférenciers retenus pour les présentations orales et les posters. Ils devront défendre en justifiant leur choix devant l’équipe pédagogique ainsi que les organisateurs du meeting.

Février - Mars - Avril.

VERSAILLES

Sébastien Bloyer (PU UPSay), Pierre Grognet (MCU, UPSay), Fabienne Malagnac (PU UPSay), Benoit Moindrot (MCU UPSay) + invited speakers (University Paris-Saclay).

This course, will combine a series of : - Lectures (chromatin epigenetics, nuclear 3D-organization, cytoplasmic inheritance, X-chromosome inactivation…) - Tutorials (epigenomics, prions, X-chromosome inactivation, chromosome conformation capture,…) - Conferences presented in the form of lectures by researchers

The course is organized over 8 weeks (half day/week), including lectures (9 hours), tutorials (5 x 2 hours) and conferences/lectures (3 x 2 hours). During tutorials students will be divided in 2 groups, one in English one in French. Students will choose their group at the beginning of the course.

During this course, the following topics will be discussed:
- How epigenetic mechanisms impact on gene expression controls, how they structure the 3D compaction of the genome and how they can be altered in human pathologies, like cancers.
- How several layers of epigenetic mechanisms are integrated during development, using the example of X-chromosome inactivation
- How epigenetic memory is set-up during differentiation and erased (stem cells (re)programming)
- How epigenetic traits can be transmitted based on self-templating structural inheritance, using the example of prions.
- Additional examples of integrated epigenetic mechanisms, at the organism or population levels, will be presented by invited researchers. Two examples in the past years: The cast and sexual polyphenisms in honey bees and aphids; The impact of nutrition on metabolic diseases and cancers

At the end of this course, the students should be able to
(1) Name, describe and discuss the different epigenetics layers impacting on gene expression levels
(2) Analyze and interpret epigenetic and epigenomic figures
(3) Portray and detail few integrated examples of epigenetic inheritances.

Books available at Paris Saclay libraries: - Epigenetics by C. David Allis, Marie-Laure Caparros, Thomas Jenuwein and Danny Reinberg - Epigenetics, Nuclear Organization and Gene Function with Implications of Epigenetic Regulation and Genetic Architecture for Human Development and Health by Lucchesi and John C.

Web links : - EpiGensSys European Network Website: http://www.epigenesys.eu/fr/ - Edith Heard’s lectures at the Collège de France (in French): https://www.college-de-france.fr/site/en-edith-heard/_course.htm.

Février - Mars - Avril.

ORSAY

Emmanuelle BAUDRY, Antoine BRANCA, Myriam HARRY.

Enseignement de 25h sous forme de cours intégré en session de 2 ou 3h. Une visite de la grande galerie de l’Evolution permettra d’illustrer les thèmes des forces évolutives notamment la sélection liée aux actions anthropiques. Un exposé s’appuyant sur l’un des thèmes abordés lors de la visite et 2 articles scientifiques sera préparé et présenter lors d’une séance d’enseignement.

En s’appuyant sur des exemples, différentes applications actuelles dans le domaine de la génomique évolutive seront présentées sous forme de cours intégrés tout en abordant les aspects fondamentaux de cette discipline. Seront traités : l’apport de la génétique des populations en éco-épidémiologie, les entités sélectionnées et l’adaptation des espèces aux changements anthropiques, la recherche les traces de l’adaptation dans les génomes, la relation phénotype/génotype, l’histoire des populations en étudiant leurs gènes, ainsi que la génomique appliquée à la préservation des espèces menacées.

A l’issue de cet enseignement, les étudiants seront capables :
- de décrire et évaluer la diversité génétique à différentes échelles,
- de formuler une question scientifique en génétique et génomique des populations et de proposer une méthodologie adaptée (échantillonnage, outils d’analyse, traitement des données) pour y répondre
- d’analyser de façon critique un travail de recherche.

Biologie Evolutive de Thierry Lefevre, Frédéric Thomas, Michel Raymond, éditions De Boeck Université Evolution Biologique de MarK Rideley, éditions De Boeck Université Génétique Moléculaire et Evolutive de Myriam Harry, Editions Maloine.

Février - Mars - Avril.

ORSAY

Christine Houssin, Nicolas Bayan, Stéphane Skouloubris, Christophe Sola, Christophe Regeard.

7 journées : 24h cours/conférences, 5 TD de 3h, une séance de présentation de posters autour des relations sociales de Pseudomonas aeruginosa avec d'autres microorganismes.

Cette UE a pour but de montrer les mécanismes moléculaires gouvernant la physiologie bactérienne et les interactions entre bactéries dans les communautés microbiennes à travers les études les plus récentes sur ces sujets.
Les sujets abordés sous forme de cours/conférences et TD sont :
- Les ultrastructures bactériennes
- Forme et division bactériennes
- La sécrétion des protéines chez les bactéries
- Les systèmes CRISPR
- La signalisation bactérienne intra et inter-cellulaire
- La réponse aux stress et la complexité des réseaux de régulations
- La mobilité bactérienne (individuelle et communautaire)
- Les interactions bactériennes : compétition et coopération
- Les biofilms et la notion de sociomicrobiologie.

- Microbiologie L. Paolozzi et JC Liébart Dunod

• Microbiologie PRESCOTT, HARLEY et KLEIN ed. De Boeck Université.

• Brock Biologie des micro-organismes MADIGAN et MARTINKO ed. Pearson.

• Introduction à la microbiologie TORTORA, FUNKE et CASE ed. Edit.

Février - Mars - Avril.

ORSAY

I. Guénal, Pr UVSQ J-M. Corsi, MCU UVSQ S. Netter , MCU UVSQ AM. Pret, Pr UVSQ S. Szuplewski, MCU UVSQ.

Cours et conférences (30h) complétés par des séances de travaux dirigés (20h), visant à interpréter et discuter des résultats expérimentaux issus d’articles scientifiques. Lors des cours et travaux dirigés les étudiants seront amenés à proposer des expériences dans le but de répondre aux problématiques abordées lors des cours. Les modalités d'examen consistent en un examen écrit et un contrôle continu basé sur un article préalablement fourni.

Cette UE décrira les processus clefs du développement et de la différenciation (cellules souches, dédifférenciation, trans-différenciation…) chez différents organismes modèles (vertébrés et invertébrés). Les mécanismes (contrôle de l'expression génique, contacts cellulaires…) et les voie de signalisation qui permettent à une cellule de modifier son devenir au cours du développement y seront étudiés. Les outils et méthodologies de génétique moléculaire et de biologie cellulaire les plus modernes seront abordés. Le but est de fournir les connaissances nécessaires à l'élaboration d'une démarche expérimentale visant à répondre à une question biologique.
Organismes d'étude : Homme, souris, poulet, amphibien, poisson-zèbre, drosophile, planaire, hydre
-Thématiques développées
* Myogenèse
* Plasticité cellulaire et régénération
* Cils primaires et développement
* Mise en place des axes embryonnaires
* Gènes homéotiques
* Induction du membre des tétrapodes et de l'aile d'insecte

Les objectifs de cette formation sont :
1-Acquérir des connaissances scientifiques sur les mécanismes moléculaires et cellulaires du développement et de la différenciation
3-Acquérir des connaissances théoriques des méthodes d'étude utilisées en génétique cellulaire et moléculaire
4-Analyser des résultats scientifiques
5-Elaborer une démarche expérimentale visant à répondre à une question biologique ayant trait au développement.

"Biologie du développement" de Scott F. Gilbert ou "Biologie du développement les grands principes" par Lewis Wolpert.

Février - Mars - Avril.

VERSAILLES

Marie-Anne Debily Elisabeth Petit-Teixeira Chercheurs du campus Genopole® et Gustave Roussy Cancer center.

L’enseignement est organisé sous forme de cours magistraux, d’analyse d’études génomiques basées sur des publications au cours des travaux dirigés et d’illustrations par des séminaires de recherche d’experts du campus Genopole® et Gustave Roussy Cancer center qui mettront en évidence la contribution de ces approches globales à la compréhension des processus cellulaires et des maladies complexes chez l’homme.

Ce cours détaille la réalisation d’études pangénomiques, de la conception expérimentale à l'analyse intégrative de données : Exploration des variations génomiques, détermination des fonctions des gènes, décryptage des mécanismes pathogéniques, identification d’opportunités thérapeutiques & médecine de précision.
-Enumérer et différencier les approches de séquençage à haut-débit à différents niveaux : génomique, transcriptomique & épigénomique.
-Déterminer la technologie de génomique adéquate pour répondre à une problématique donnée
-Préciser les principales méthodes de classification pour la stratification des patients et l'identification de gènes co-régulés
-Interpréter les résultats de jeux de données expérimentales à large échelle de manière scientifique et rigoureuse
-Examiner de manière critique des publications de recherche dans le domaine de la génomique fonctionnelle
-Comprendre comment identifier les voies de signalisation, processus biologiques et biomarqueurs altérés en utilisant des outils d’annotation fonctionnelle
-Spécifier les avantages des approches en cellules uniques pour étudier la dynamique du transcriptome, la complexité tissulaire & la polyclonalité des échantillons.

-Molecular Biology of the Cell: Alberts, Johnson, Lewis, Raff, Roberts, Walter. -Publications scientifiques et articles de revues sur les concepts récents et avancées techniques en génomique fonctionnelle appliquée.

Février - Mars - Avril.

EVRY

Guillaume Sapriel Henri-Jean Garchon, co-responsable.

Pour la partie génomique humaine, les principes des méthodes d’association sont passés en revue en 3 CM ainsi que les bases théoriques des difficultés rencontrées dans ce type d’étude (dimensionalité, stratification) et les outils associés (imputation, méta-analyses). Les CM se chevauchent avec 5 TD sous forme d’exercices. Les étudiants sont ainsi préparés à réaliser eux-même un GWAS à partir de données réelles lors du TP final qui donne lieu à un rapport écrit. Concernant la génomique des pathogènes, une première partie des CM donnera un aperçu des connaissances de base sur la caractérisation des déterminants génétique du pouvoir pathogène, et sur leur dynamique d’acquisition. Une deuxième partie sera consacrée aux aspects évolutifs et épidémiologiques que permettent de comprendre l’analyse des génomes. Un TD et un TP permettront de mettre en pratique le méthodologies de base vues en cours (phylogénie moléculaire, génomique comparée, analyse de la structure des génomes …).

L’objectif est d’introduire les étudiants à deux problématiques majeures de la médecine génomique, la recherche de gènes associés à une maladie à hérédité complexe par les méthodes d’association pangénomique (GWAS) et la caractérisation des bases génomiques moléculaires de la pathogénicité bactérienne. Ainsi, les étudiants connaitront les principes qui sous-tendent les études d’association en génétique humaine et les précautions à observer (stratification de population, tests multiples). Ils examineront chacune des étapes d’un GWAS sur le plan théorique en CM, comme sur le plan pratique en TD, jusqu’au TP final au cours duquel ils réaliseront un GWAS sur le diabète avec des données réelles. De même, via les méthodes de la génomique comparée, et de la phylogénie moléculaire, ils seront initiés aux bases moléculaires de la virulence des pathogènes, ainsi qu’aux dynamiques évolutives et épidémiologiques de ces organismes.

P. M. Visscher, N. R. Wray, Q. Zhang, P. Sklar, M. I. McCarthy, M. A. Brown, J. Yang, 10 Years of GWAS Discovery: Biology, Function, and Translation. Am. J. Hum. Genet. 101, 5–22 (2017).

Ramamurthy T, Mutreja A, Weill FX, Das B, Ghosh A, Nair GB. Revisiting the Global Epidemiology of Cholera in Conjuction With the Genomics of Vibrio cholerae. Front Public Health. 2019 Jul 23

Wu HJ, Wang AH, Jennings MP. Discovery of virulence factors of pathogenic bacteria. Curr Opin Chem Biol. 2008 Feb;12(1):93-101.

Février - Mars - Avril.

VERSAILLES

Karine Blondeau (MCF, UPSay), Philippe Deschamps (CR CNRS), Céline Fabret (MCF, UPSay), Aurore Gorlas (MCF UPSay), Pierre Grognet (MCF UPSay), Cécile Labarre (MCF UPSay), Michel Lemullois (MCF UPSay), Christophe Sola (PR UPSay), Patricia Uguen (MCF UPSay).

Conférences / Réalisation d'un projet mené dans le cadre de travaux dirigés.

Développement de la microbiologie appliquée à différents secteurs d’activité : agronomie, alimentation, environnement, industrie transverse, pharmaceutique et médical.
Introduction au génie des procédés microbiologiques : contrôle de la prolifération microbienne (méthodes de conservation, de désinfection et de stérilisation), maîtrise des modes de culture (homogène, hétérogène) et des cinétiques de culture microbienne en bioréacteur.
Ouverture sur les marchés des biotechnologies par la présentation des grands groupes de micro-organismes d'intérêt (levures, bactéries lactiques, champignons filamenteux, Archées, Corynebacteries, micro-algues…).
Introduction à l'étude des problèmes de microbiologie en Santé Publique : principaux agents pathogènes, émergents ou ré-émergents, pour l'homme. Réseaux de surveillance et d’alertes. Méthodes de contrôle du développement microbien (procédés des industries alimentaires, agents anti-infectieux) et de diagnostic.
Introduction à la démarche Qualité, aux normes et à la réglementation en vigueur dans les entreprises agro-alimentaires et pharmaceutiques.

Février - Mars - Avril.

ORSAY

Cécile Fairhead, Stéphanie Bury-Moné, Agathe Urvoas, Patricia Uguen, Fabrice Confalonieri, Harman van-Tilbeurgh, Thierry Touzé, Philippe Minard.

L'enseignement est organisé sous forme de cours et TD, repartis sur une journée , avec une fréquence hebdomadaire, pendant la periode des cours étalée sur 8 semaines.

A la fin du cours les étudiants seront en mesure de :
-Définir les différentes approches permettant d'exprimer des protéines recombinantes, choisir le système d'expression adapté en fonctions des caractéristiques des protéines et des applications envisagées.
-Illustrer par des exemples concrets les principaux champs d'applications des approches protéomiques, décrire les méthodes utilisées.
-Décrire les approches utilisables pour les études systématiques de transcription, et distinguer les apports possible des études transcriptomique et de protéomiques
-Décrire les approches ayant permis de parvenir à des cartes systématiques d'interactions (interactomes) et en restituer les apports essentiels
-Décrire les principales règles qui sous-tendent les approches d'ingénierie rationnelle des protéines, illustrer leur mise en évidence expérimentale.
-Expliquer les principes généraux des approches d'évolution dirigée des protéines, et leur mise en œuvre pour l'ingénierie dès la reconnaissance moléculaire et de la catalyse. Illustrer leurs applications par des exemples
- Analyser et discuter des résultats expérimentaux décrits dans la littérature scientifique relatifs à ces différentes approches.

Février - Mars - Avril.

ORSAY

Charlotte Prieu (UVSQ), Fabienne Audebert (Sorbonne Universités), Catherine Bourguoin (Institut Pasteur), Sarah Bonnet (INRA).

L'UE se déroule à Versailles au Département de Biologie, UFR des Sciences. L'UE est composée de 15h de CM et de 35 h de TP.

Cet enseignement est essentiellement composé de TP où nous étudions en I. Les grands types d’interactions
(mutualisme, commensalisme, phorésie, inquilinisme, parasitisme) en II. Nous montrons l’omniprésence et la diversité
des parasites dans différents hôtes (rongeurs, poissons, grenouilles, blattes), en III. Nous montrons l’adaptabilité
des parasites à leurs hôtes en étudiant les interactions amibes-bactéries en IV. Nous étudions l’importance des
vecteurs grâce à une collaboration avec l’Institut Pasteur (dissection de mouches Tsé-tsé ou d’anophèles infectées
par des parasites de rongeurs) et l’école vétérinaire d’Alfort (pour le modèle tiques) en V. Nous montrons que des
parasites (acanthocéphales) peuvent manipuler le comportement de leurs hôtes (gammares) par des tests
comportementaux.

Les associations du vivant, Claudes Combes Editeur Flammarion Le parasitisme, un équilibre dynamique Editeur Masson Ecologie et évolution des système sparasitaires, Editeur de Boeck Foundations of parasitology, Editeur Mc Graw Hill.

Février - Mars - Avril.

VERSAILLES