M1 Biologie-Santé - Plateforme Microbiologie -Site Orsay

Florence GONNET, PU, UEVE, CNU 32, 13,5h ETD Philippe SAVARIN, PU, Université Paris 13, CNU 31, 12,75h ETD David PASTRE, PU, UEVE, CNU 28, 4,5h ETD Jérôme MATHE, MCU, UEVE, CNU 28, 2,25h ETD.

Spectrométrie de masse
Spectrométrie de masse des biomolécules
Techniques d’ionisation pour l’analyse des biomolécules.
Principes de quelques analyseurs et spectrométrie de masse en tandem pour le
séquençage des biomolécules.
Initiation à la protéomique : stratégies « bottom-up » et « Top-down »
Approche par gels d’électrophorèse et analyse MALDI
Approche par ESI-LC-MS/MS : protéolyses, séquençage de peptides, modifications
post-traductionnelles, logiciels de traitement des données et banques de données
Quantification
Identification de partenaires biologique – analyses de complexes à grande échelle
Métabolomique, lipidomique, glycomique par MS

Résonance Magnétique Nucléaire
Rappels de RMN
Notion de spins, de déplacement chimique et de couplages
RMN 2D
Notions de séquences RMN
Les couplages scalaires (TOCSY, COSY)
Les couplages dipolaires (ROESY, NOESY)
RMN 3D
Principe
Stratégie d’attribution
Applications aux protéines, métabolomique, glycomique….
Structure des protéines
Caractérisation d’interaction
Screening

Autres techniques d’analyse
Cristallographie, SAXS, Microscopie électronique, FRET, BRET, AFM - Nanopores.

Structure des biomolécules.

Manuel de spectrométrie de masse à l’usage des biochimistes. F. Rusconi La RMN des protéines. Jeremy N. S. Evans Les lipides dans le monde vivant écrit par Claude LERAY Méthodes de la biologie structurale – Analyse de la structure des protéines (et autres biomacromolécules) par résonance magnétique nucléaire. B. Bechinger Biochimie médicale – Marqueurs actuels et perspectives. J.L. Beaudeux, G. Durand.

Septembre - Octobre - Novembre.

EVRY

Herman van Tilbeurgh, Pr, UPSay Philippe Minard, Pr, UPSay Sylvie Nessler, Pr, UPSay Dominique Liger, MdC, UPSay Thierry Touze, MdC, UPSay Stéphane Duquerroy, MdC, UPSay.

L’enseignement se partage entre cours magistraux et travaux dirigés sur une journée par semaine, pendant 8 semaines.

A la fin du cours les étudiants seront en mesure de

1.Décrire les éléments de structure d’une protéine et de les comparer
2.Savoir interpréter des données d'alignements de séquences de protéines
3.Analyser la structure 3D des macromolécules à travers des outils bioinformatiques
4.Interroger les bases de données des structures 3D
5.Faire des liens entre la séquence protéique, la structure 3D et les fonctions biochimiques
6.Interpréter des expériences de stabilité des protéines
7.traiter quantitativement et Interptréter des experiences de mesures d'affinité et d'activité enzymatique.
8.Estimer les contributions thermodynamiques à la stabilité et le reploiement des protéines
9.Décrire les éléments de structure des acides nucléiques
10.Decrire a l'aide d'exemples précis et detaillés les processus à l'origine de la catalyse enzymatique
11. Decrire des processus de regulation de l'activité des protéines, par activation protéolytique, phosphorylation, partenaire inhibiteurs ou activateurs.

-les étudiants doivent connaître - les structures et propriétés physico-chimiques des acides aminés et les nucléotides - l’organisation de la structure covalente et chimique des protéines et acides nucléiques - les bases de l’organisation de la structure.

Introduction to protein structure. Branden and Tooze Structure and mechanism and protein function. A. Fersht Protein structure and Function G Petsko et D Ringe.

Septembre - Octobre - Novembre.

ORSAY

Sylvie Nessler, Stéphane Duquerroy.

L'enseignement se déroule en janvier sur les semaines 4 et 5 à raison de 5 jours par semaines, de 9h à 17h avec 1h d'interruption le midi.

Au cours de ce module de travaux pratiques les étudiants apprendront à :
-Rechercher une information dans les banques de séquences de protéine
-Effectuer une recherche d'homologues par similarité de séquence
-Caractériser une famille de protéines par alignements multiples
-Maîtriser les programmes de prédiction de structures secondaires
- Reconnaître les régions intrinsèquement désordonnées des protéines
-Rechercher une structure 3D dans la Protein Data Bank
-Analyser visuellement une structure 3D de protéine
-Comparer deux structures par superposition
-Réaliser une modélisation par homologie
-Rechercher une structure de complexe homologue
-Réaliser une prédiction de structure de complexe par amarrage moléculaire.

Les étudiants doivent connaitre -Les propriétés des acides aminés -La structure des protéines.

Janvier.

ORSAY

Anne Zaparucha.

Session 1 : F EE - Session 2 : F EE.

La catalyse enzymatique :
enzymes ; spécificités de la catalyse enzymatique ; co-facteurs.
Mécanismes moléculaires de la catalyse enzymatique :
entités réactives ; catalyse covalente ; catalyse acide/base.
Réactions :
oxydoréduction ; hydrolyse ; création de liaison C-C.

L3 chimie / L3 SDV avec notions de chimie organique.

Structure et fonction des protéines, G. A. Petsko, D. Ringe, de Boeck editions. Chimie organique des processus biologiques, J. McMurry, T. Begley, de Boeck editions. Organic chemistry with biological applications, J. McMurry, Cengage Learning editions.

Février - Mars.

EVRY

Dominique Liger Agathe Urvoas.

Cette UE de travaux pratiques se déroule sur deux semaines. L’accent sera porté notamment sur la conception de protocoles et leur mise en œuvre de façon autonome. Cette mise en situation constitue une préparation pour un travail expérimental en laboratoire de recherche, comme pour un stage de M2. Chaque journée sera dédiée à un thème pour lequel, les étudiants aborderont le traitement théorique et la mise en œuvre pratique. Ils prépareront toutes les solutions nécessaires à la réalisation des expériences. Les données quantitatives récoltées devront être analysées par des traitements graphiques. L’ensemble du travail sera synthétisé dans un document présentant la démarche expérimentale, les données récoltées et leur analyse. Un des thèmes traités au cours des deux semaines devra être présenté oralement.

Cette UE de TP est une formation théorique et pratique appliquée à l'étude quantitative des interactions protéine/ligand et à l'étude cinétique des réactions enzymatiques. L'accent étant mis sur la conception des protocoles expérimentaux, la réalisation d’expériences et sur le traitement et l’analyse critique des résultats.

A l’issue de cette UE, les étudiants seront capables de:
-Préparer les solutions nécessaires pour une étude en biochimie (tampons, réactifs…)
-Calculer des concentrations, volumes, dilutions nécessaires pour mettre en œuvre des protocoles expérimentaux
-Élaborer des protocoles pour acquérir les données quantitatives caractéristiques d’une enzyme michaelienne et d’une interaction protéine/ligand
-Mettre en œuvre les protocoles élaborés
-Utiliser un spectrophotomètre dans différents modes d’acquisition
-Modéliser les systèmes étudiés à l’aide de traitements mathématiques
-Analyser les données expérimentales par un traitement graphique en utilisant un logiciel de traitement de données (type excell)
-Analyser les résultats expérimentaux obtenus
-Rédiger un document de synthèse présentant les différents thèmes abordés.
-Restituer à l’oral le principe d’une expérience réalisée.

-Savoir définir les termes de catalyse, enzyme, substrat, produit de réaction, cinétique, inhibiteur compétitif et non compétitif -Savoir écrire les équations régissant les interactions protéine-ligand (hyperbole de saturation, Scatchard) et les appliquer.

Novembre.

ORSAY

Clément Campillo, MCF, biophysicien cellulaire, LAMBE David Pastré, Pr, biophysicien, SABNP Juan Pelta, Pr, Biochimie et biologie moléculaire, LAMBE.

Session 1 : F 2/3EO + 1/3CC - Session 2 : F EO.

Introduction aux techniques permettant de manipuler les biomolécules, membranes, et cellules uniques.
Fluorescence en molécule ou cellule unique (FCS, FRET, FRAP …)
Mesures de force et mécanique sur biomolécules et cellules (AFM, pinces optiques …)
Systèmes modèles de membranes lipidiques et mesures électriques.

La motivation.

Février - Mars.

EVRY

Herman van Tilbeurgh, Pr, UPSay Sylvie Nessler, Pr, UPSay Stéphane Duquerroy, MdC, UPSay Agathe Urvoas, MdC, UPSay 1 intervenant CEA.

L’enseignement se partage entre cours magistraux et travaux dirigés (dont la moitié sur ordinateur) sur une journée par semaine, pendant 8 semaines.

A la fin du cours les étudiants seront en mesure de :
1.Identifier les caractéristiques des différents types de spectres en RMN de macromolécules
2.Savoir identifier les bonnes expériences en RMN pour répondre à des questions biochimiques précises
3.Interpréter des spectres RMN 2D et 3D de peptides simples en utilisant des logiciels de la RMN biologique
4.Définir les différents aspects de la fluorescence appliqué dans les études des biomolécules
5.Interpréter des expériences de fluorescence conçues pour l’analyse des interactions
6.Décrire le principe des différentes techniques de cristallisation d’une protéine
7.Identifier la maille élémentaire et les éléments de symétrie d’un réseau cristallin
8.Expliquer la loi de Bragg et le lien entre réseau réel et réseau réciproque
9.Expliquer le problème des phases et citer 3 techniques de phasage
10.Interpréter une carte de densité électronique et construire une structure atomique à l’aide du logiciel COOT.

-Les bases élémentaires de l’électromagnétisme et avoir quelques notions de physique ondulatoire -Les propriétés des acides aminés et la structure des protéines -Les nombres complexes.

Février - Mars - Avril.

ORSAY

Cécile Fairhead, Stéphanie Bury-Moné, Agathe Urvoas, Patricia Uguen, Fabrice Confalonieri, Harman van-Tilbeurgh, Thierry Touzé, Philippe Minard.

L'enseignement est organisé sous forme de cours et TD, repartis sur une journée , avec une fréquence hebdomadaire, pendant la periode des cours étalée sur 8 semaines.

A la fin du cours les étudiants seront en mesure de :
-Définir les différentes approches permettant d'exprimer des protéines recombinantes, choisir le système d'expression adapté en fonctions des caractéristiques des protéines et des applications envisagées.
-Illustrer par des exemples concrets les principaux champs d'applications des approches protéomiques, décrire les méthodes utilisées.
-Décrire les approches utilisables pour les études systématiques de transcription, et distinguer les apports possibles des études transcriptomique et de protéomiques
-Décrire les approches ayant permis de parvenir à des cartes systématiques d'interactions (interactomes) et en restituer les apports essentiels
-Décrire les principales règles qui sous-tendent les approches d'ingénierie rationnelle des protéines, illustrer leur mise en évidence expérimentale.
-Expliquer les principes généraux des approches d'évolution dirigée des protéines, et leur mise en œuvre pour l'ingénierie dès la reconnaissance moléculaire et de la catalyse. Illustrer leurs applications par des exemples
- Analyser et discuter des résultats expérimentaux décrits dans la littérature scientifique relatifs à ces différentes approches.

-Biochimie des protéines: structure des acides aminés et des protéines, méthodes de purification et d'analyse des protéines, bases de la cinétique enzymatique -Bases de biologie moléculaires, structures et méthode d'études des acides nucléiques, réplicat.

Février - Mars - Avril.

ORSAY

Cécile Huin et Nathalie Jarroux.

Les cours et TDs sont intercalés de manière à mettre directement en application les notions enseignées.

"Familles de polymères naturels, biomimétiques et applications
Organisation macromoléculaire et supramoléculaire
Biomatériaux à base de polymères et les champs d’application comme la thérapie génique non virale, l'ingénierie tissulaire".

UE du Socle Commun et UE du Tronc Commun Etablissement.

Décembre - Janvier - Février - Mars.

EVRY

Cécile GASSE, MCF, UEVE, section 32 Cécile FISCHER, MCF, UEVE, section 65 Isabelle SALARD-ARNAUD, MCF, UEVE, section 32.

L’UE comporte une partie théorique (CM) permettant d’exposer les bases de biologie moléculaire, physiologie bactérienne et biochimie permettant de parvenir aux objectifs de production de protéines recombinantes fonctionnelles et l’état de l’art des techniques expérimentales récentes et couramment utilisées pour y parvenir. Elle se poursuit par une partie pratique (TP) étalée sur 4 jours pendant laquelle l’étudiant pourra prendre en main de façon individuelle, et mener à bien les différentes étapes d’une production et purification de protéines en système procaryote, à l’échelle du milligramme, grâce à un équipement standard de laboratoire.

Les objectifs de l'UE sont les suivants :
(a) Disposer d’une vision d’ensemble d’un éventail actualisé d’outils de biologie moléculaire et biochimie permettant : (i) d'exprimer une protéine recombinante en système procaryote en répondant à divers objectifs d’un cahier des charges (niveau d’expression, localisation, détection et purification) ; (ii) de la purifier par différentes techniques de chromatographie et de la caractériser
(b) Discuter et analyser les points forts et les points faibles des systèmes choisis
(c) Appréhender une situation de laboratoire et disposer de solides compétences pratiques (maîtrise de l’usage d’équipements et de protocoles, autonomie, rigueur)
(d) Formuler et formaliser dans une production écrite des procédures et résultats assurant la traçabilité des échantillons biologiques manipulés et la restitution d’un travail expérimental.
A l’issue de l’enseignement, les étudiants seront en mesure, à partir d’une question biologique, de proposer une stratégie expérimentale telle qu’elle peut être présentée dans un travail scientifique, de mettre en œuvre de façon autonome un protocole pour préparer et purifier une protéine d’intérêt, et de produire et mettre en forme des documents écrits permettant de suivre ce travail.

Les étudiants auront le bagage de biologie moléculaire et biochimie leur permettant de maîtriser les notions de base concernant le rôle et la structure des acides nucléiques et des protéines, les grands principes de la régulation de l’expression génétique chez les procaryotes (E. coli) et les techniques de base pour la séparation et l’analyse des protéines.

Protein production and purification Structural Genomics Consortium, Nature Methods volume 5, pages135–146 (2008)

Overview of the Purification of Recombinant Proteins P. T. Wingfield. Curr Protoc Protein Sci. 2015; 80: 6.1.1–6.1.35. doi: 10.1002/0471140864.ps0601s80

Repliement et production de protéines recombinantes Jean-Michel Betton, Alain Chaffotte, Med Sci (Paris). 2005 Jun-Jul;21(6-7):613-7. Texte disponible à l’adresse suivante : https://www.medecinesciences.org/fr/articles/medsci/pdf/2005/06/medsci2005216-7p613.pdf

Wiesler, S. C., Weinzierl, R. O. High-throughput Purification of

Janvier.

EVRY

M. Valerio-Lepiniec et T. Touzé.

Au cours de cette UE de travaux pratiques, l’accent sera porté sur la maîtrise des techniques de laboratoire pour la production, la purification, et la caractérisation du transport de solutés fluorescents par des protéines membranaire reconstituées en liposomes. Une étude de la topologie d’une protéine membranaire sera également entreprise, en élaborant des fusions traductionnelles entre la protéine membranaire et un gène reporter codant la phosphatase alcaline ; l’étude de leur expression et la mesure de l'activité enzymatique sera également effectuée. Les propriétés structurales des protéines membranaires WT et mutantes seront étudiées sous la forme d’un TD, par l’analyse de données expérimentales relatives au transport et par l’étude structurale in silico en utilisant des logiciels de visualisation de structures (RasMol). Un cahier de manipulations devra être rédigé tout au long du TP.

Cette UE de travaux pratiques a pour objectif d’étudier des relations structure-fonction du système de transport du maltose et des maltodextrines chez E. coli.
A l’issue de cette UE les étudiants seront capables de :
-Définir les principaux constituants des membranes des bactéries
-Décrire les mécanismes et les protéines impliquées dans le transport des maltodextrines.
-Proposer, à partir d’un profil d’hydrophobicité, la topologie d’une protéine membranaire.
-Elaborer un protocole de clonage de fusion de gènes en utilisant un logiciel de biologie moléculaire.
-Analyser la structure d’une protéine in silico pour comprendre sa fonction et l’effet de mutations.
-Conduire plusieurs expériences en parallèles.
-Concevoir un protocole expérimental sur la base d’objectifs précis.
-Mettre en oeuvre des protocoles expérimentaux pour la production, la purification la reconstitution en liposomes de protéines membranaires
-Analyser des résultats expérimentaux obtenus en TP
-Rédiger un cahier de manipulations..
-Elaborer un diaporama clair et précis permettant de rendre compte de vos résultats.
-Exposer vos résultats expérimentaux en rappelant le contexte et les objectifs.

Décrire, nommer, identifier les principaux lipides membranaires et comparer leurs caractéristiques. Reconnaître et représenter la topologie d’une protéine membranaire ; définir les principales caractéristiques structurales des protéines membranaires, illustrer et expliquer les méthodes d’études de base des protéines membranaires.

Shechter «Biochimie et Biophysique des Membranes» 2ème édition, DUNOD.

Janvier.

ORSAY

Marielle Valerioe-Lepiniec Agathe Urvoas.

Au cours de cette UE de travaux pratiques, l’accent sera porté notamment sur la maîtrise des techniques de laboratoire pour la production, la purification et la caractérisation de protéines recombinantes et sur la mise en œuvre de nouvelles techniques de criblage de banques de protéines recombinantes, de production et purification de protéines recombinantes et de mise au point d'un test de détection d'interactions (ELISA, Dot blot). Les propriétés biophysiques et structurales des protéines de la banque seront étudiées lors d’analyses sous forme d’un TD de données biophysiques publiées (dichroïsme circulaire, microcalorimétrie) et d’études structurales in silico en utilisant des logiciels de visualisation de structures (PyMOL). Un cahier de cahier de manipulations devra être rédigé tout au long du TP. Les résultats obtenus au cours deux semaines seront présentés et discutés individuellement au cours d’un oral final sur la base de ce document.

Cette UE de travaux pratiques se présente sous la forme d’un mini-stage de recherche dans le domaine de l'ingénierie des protéines alternatives aux anticorps. L’objectif est de familiariser les étudiants à la démarche scientifique nécessaire pour aborder un stage de M2.

A l’issue de cette UE, les étudiants seront capables de:
-S’adapter à un projet de recherche dans lequel plusieurs expériences peuvent être menées en parallèle
-Élaborer une construction génétique en utilisant les logiciels de biologie moléculaire
-Mettre en œuvre un protocole pour cloner le gène codant une protéine
-Analyser la structure d’une protéine in silico pour comprendre ses propriétés
-Mettre en œuvre des protocoles expérimentaux pour la production et la purification de protéines recombinantes
-Mettre en œuvre un protocole de criblage de clones issus d’une bibliothèque
-Concevoir et réaliser un protocole expérimental de mesures d’interactions protéine/protéine
-Réaliser un cahier de manipulation.
-Formuler des hypothèses permettant d’expliquer un résultat scientifique.
-Analyser des résultats expérimentaux obtenus en TP ou publiés.
-Présenter à l’oral les principes des expériences et les résultats obtenus.

Savoir définir les principales caractéristiques structurales des protéines. Savoir Illustrer et expliquer les méthodes de base pour l’étude des protéines Savoir décrire les principes de base pour l’expression de protéines recombinantes chez E. coli.

Avril - Mai.

ORSAY

Rachel CAROL (vac - UEVE).

Une semaine intensive en février/mars. Une évaluation individuelle de la prise de parole en continu (exposés) sera réalisée à la fin du second semestre.

A l’issue de cette UE, les étudiants devraient être capables de :
- faire un exposé oral d’un article ou d’un sujet scientifique en rapport avec leur futur stage en laboratoire à l’aide de PowerPoint.
Pour cela ils devront être capables de :
- trouver et utiliser la littérature scientifique ;
- choisir les idées principales à présenter afin de faire le plan d’un exposé ;
- exprimer leurs idées en utilisant le lexique, la prononciation et l’intonation appropriés ;
- utiliser le langage non verbal ;
- s’auto-évaluer.

- Niveau B1+ ou B2 du CECRL (Cadre Européen Commun de Référence pour les Langues). - Etre familiarisé avec l’anglais scientifique.

Les étudiants choisiront un ou plusieurs articles scientifiques en rapport avec leur domaine d’études afin de servir de base à leur exposé.

Février - Mars.

EVRY

Olivier Lespinet (PR, Université Paris-Sud) Anne Lopes (MCF, Université Paris-Sud).

Cet UE est organisée sous forme de cours et de TP permettant d'illustrer les différents aspects du cours. L'ensemble des séances (cours et TP) auront lieu en salle informatique.

Cette UE vise à donner aux étudiants une initiation aux méthodes « bioinformatiques » couramment utilisées pour l'étude des séquences et des génomes procaryotes et eucaryotes. A l'issue de cette UE les étudiants sauront choisir et utiliser les bases de données, logiciels et outils qui leur permettront d'analyser des séquences et des génomes afin d'en extraire des informations biologiquement pertinentes.

Il n'y a pas de pré-requis, cet enseignement s’adresse à tous les étudiants de biologie, indépendamment de la mention de master à laquelle ils appartiennent. Bien évidemment, cela inclus également les étudiants qui se trouvent à l’interface entre la biologie et d’autres disciplines telles que la physique, la chimie, les mathématiques et l’informatique.

Décembre.

ORSAY

Domenica Manicacci, MCF UPSay, CNU 67 Elodie Marchadier, MCF UPSay, CNU 67 Sébastien OLLIER, MCF UPSay, CNU 67.

24h : Cours théoriques et applications sur Excel et R: Statistique descriptive; Analyses multivariées ACP; Corrélation, régression; Analyse de variance. 26h : Travaux pratiques encadrés : Analyse d'un jeu de données biologiques réelles.

L’objectif de l'UE Biostatistique est de former les étudiants à l’analyse de données biologiques, de leur montrer comment appliquer les concepts et méthodes d’analyses statistiques à des données biologiques dans des domaines variés (génomique, génétique, épidémiologie, biochimie…). L’objectif est d’apporter aux étudiants quelques notions de statistiques non développées en L, tout en restant dans les limites de ce qui peut être raisonnablement acquis dans le temps d’une UE courte, et de leur permettre d’être autonomes pour un ensemble d'analyses de base grâce à l'utilisation du logiciel libre R.

Aucun.

Décembre - Janvier.

ORSAY

Enseignements en TP donc faible nombre d'étudiants par groupe. Pédagogie adaptée à l'origine des étudiants. Acquisition progressive des compétences. Utilisation d'un outil informatique connu par tous et accessible gratuitement. Cours chaque semaine le jeudi après-midi, 7 séances.

Cette Unité d’Enseignement permet d'apprendre à traiter les données expérimentales, à les analyser et à les présenter de façon à pouvoir formuler des conclusions et des interprétations scientifiques justes et compréhensibles par tous sur la base notamment de tests statistiques.
Pour atteindre ces objectifs fondamentaux dans le domaine de la biologie, l'enseignement se base sur des cas biologiques concrets et des méthodes pédagogiques adaptées aux étudiants suivant ce cursus.

Plan du cours
Description d’une série de données (valeurs brutes et tableau d’effectifs)
Représentations graphiques avec intervalles de confiance et conclusions
Modélisation par des lois usuelles
Tests d’hypothèse de conformité et d’homogénéité, paramétriques et non paramétriques.
ANOVA
Corrélation / régression
Introduction à l’épidémiologie (faux / Vrais positifs / négatifs , Sensibilité, spécificité et valeur prédictive positive, odds ratio).

Connaissance des outils bureautiques.

Février - Mars - Avril.

VERSAILLES

Jean-Marc Seng et Alain Berger.

Une semaine en début de semestre.

Cap sur l’entreprise!
Les Fondamentaux de l’Entreprise
La multinationale et la start up : what else ?
Le Point Mort de l’entreprise est d’abord un Point de Vie !
Ne pas confondre : Chiffres d’Affaires et Bénéfices
Du marché tu t’approcheras, des sirènes de l’Etat tu t’éloigneras…
La rentabilité à tout prix ?
Do you speak management?.

Septembre.

ORSAY

Matthieu Jules Vincent Sauveplane Wolfram Liebermeister.

The course module is organized in 15h of lectures and 10h of tutorials to introduce knowledge and methodological tools.

In recent years the dynamics of biological systems has been increasingly described using concepts and terminology borrowed from economics: cells face trade-offs between different strategies for survival; metabolism can be viewed as a resource allocation problem; biomolecules can be associated with a “value” within the free energy “market” of the cell, etc. These concepts indicate the emergence of a new way of thinking about problems in biology.
In this course, we will explore biological questions that can be addressed using concepts of resource allocation, efficiency and optimality on (1) genome-scale cellular metabolism, (2) gene expression and protein synthesis, (3) cellular fitness and (4) game theory in cellular and multicellular biology.
At the end of the course, students will be able to:
•Explain the principles of cellular economics and resource allocation in living systems
•Analyse simple growth strategies of living systems in a competitive environment
•Describe simple models and identify their advantages and limitations.

Several first semester optional modules are highly recommended: Systems Biology I Systems Biology II.

Recent and past scientific articles, to explain the fundamentals and scientific advances in game theory, cellular resource allocation, cellular fitness, growth strategies etc. For instance, relevant publications are: •Shifts in growth strategies reflect tradeoffs in cellular economics. Molenaar D, van Berlo R, de Ridder D, Teusink B. ; Mol Syst Biol. 2009 •Mechanistic links between cellular trade-offs, gene expression, and growth. Weiße AY, Oyarzún DA, Danos V, Swain PS. ; Proc Natl Acad Sci U S A. 2015 •Plant height and evolutionary games. DS Falster and M Westoby; TRENDS in Ecology and

Décembre - Janvier.

JOUY-EN-JOSAS

Emmanuelle BAUDRY Olivier LESPINET.

Overview: The course is organized over an 8-week period at a rate of one day per week. Language English Hours: 50h lecture (CM) Contacts: Pierre Capy: mailto:pierre.capy@universite-paris-saclay.fr Olivier Lespinet : mailto:olivier.lespinet@universite-paris-saclay.fr Emmanuelle Baudry : mailto:emmanuelle.baudry@universite-paris-saclay.fr.

This course offers a broad vision of Evolution by exploring “the tree of life”. It is organised around a set of conferences given by specialists. It will be introduced by an historian of Science who will discuss the progression of scientific ideas in the field of Evolution. The course begins with the origin of life and then, large groups of organisms (eukaryotes, bacteria and archaea), as well as viruses will be presented. The conferences will also be an opportunity to address various fundamental evolutionary processes such as endosymbiosis, global changes, impact of new pandemics, etc... The boundaries of our current knowledge will be addressed.
This course is intended for all students in Biology, regardless their master’s speciality, as well as for students who are at the interface between Biology and other disciplines such as Physics, Chemistry, Mathematics, Physics and Computer Sciences. The goal is to provide all Master-1 students with a general culture in Evolution. This course will also be available to PhD students depending on available places.

This course is intended for all students in Biology, regardless their master’s speciality, as well as for students who are at the interface between Biology and other disciplines such as Physics, Chemistry, Mathematics, Physics and Computer Sciences. The goal is to provide all Master-1 students with a general culture in Evolution. This course will also be available to PhD students depending on available places.

All books dealing with evolution.

Février - Mars - Avril.

ORSAY

Fabrice Lequeux (MC); Alain Berger (HCC ext); Martine Guillaud (HDD ext.).

Les enseignements se déroulent à Paris Sud (Orsay) sur une période de 15 jours (UE massée). En fonction du nombre d'étudiants, la même séquence (2 semaines) est répétée deux fois, voire trois si besoin.

L'UE a été créée afin de permettre à tout étudiant en Sciences d'appréhender le monde économique et le monde de l'entreprise: après une série de conférences d'Economie générale, le monde de l'entreprise est présenté à travers les grandes fonctions de l'entreprise, de la multinationale à la start up.
Ces enseignements s'appuient sur des enseignants ayant une expérience de création et des professionnels.

Aucun pré requis n'est demandé.

Pas de bibliographie spécifique recommandée.

Décembre - Janvier.

ORSAY

Benoît Alunni, MCF Université Paris Sud Alia Dellagi, Pr AgroParisTech Marie Dufresne, Pr Université Paris Sud Marie Garmier, MCF Université Paris Sud Stéphanie Pflieger, MCFUniversité de Paris Ivan Sache, Pr AgroParisTech Jean-Marc Seng, MCF Université Paris Sud.

L’UE se déroule sur deux semaines consécutives à l’Institut des Sciences des Plantes de Paris Saclay (IPS2, bât. 630, université Paris Sud / Paris Saclay, Orsay). Les cours permettent de constituer un socle de connaissances sur les interactions plantes-microorganismes, à la fois du côté des plantes que des microorganismes. Ces notions sont illustrées et renforcées lors de séances de TD interactives reposant sur l’analyse de résultats issus d’articles scientifiques. Des techniques couramment utilisées en pathologie végétale sont mises en œuvre en TP pour caractériser le niveau de résistance différents génotypes de la plante modèle Arabidopsis thaliana à différents agents pathogènes. Tout au long de l’UE, les étudiants travaillent en groupe, avec l’accompagnement d’un enseignant référent, sur une interaction plante-microorganisme pour en faire une présentation orale synthétique notée avec un support type affiche scientifique ou présentation Powerpoint. L’évaluation comporte également un examen écrit (hors UE) de 2h.

Les plantes interagissent avec les microorganismes dans leur environnement et doivent continuellement s’adapter à ceux-ci. Les microorganismes peuvent ainsi exercer des interactions négatives (pathogènes) ou bénéfiques (symbioses) sur les végétaux dans les écosystèmes naturels et les agrosystèmes. Cette problématique est particulièrement d’actualité, dans un contexte où les pratiques agricoles doivent garantir les rendements tout en préservant l’environnement.
A l’issue de l’UE, les étudiants seront capables de décrire : 1) la biologie des principaux microorganismes (champignons, oomycètes, bactéries, virus) parasitaires et symbiotiques en association avec leurs plantes hôtes et leurs stratégies d’infection et de colonisation des plantes, 2) les stratégies permettant aux plantes de contrôler ces microorganismes (immunité), 3) les facteurs épidémiologiques impliqués dans l’apparition et la propagation des maladies et 4) les principales méthodes de protection pour la gestion durable des maladies. A l’issue des TP, les étudiants auront identifié et mis en œuvre des techniques classiquement utilisées en pathologie végétale pour déterminer le niveau de résistance d’une plante à différents agents pathogènes. Les étudiants seront capables de réunir, en un temps limité, les éléments clés d’une thématique en pathologie végétale afin d’en faire une restitution orale dans un format imposé.

Bases de connaissances niveau Licence en Sciences de la vie sur la biologie des microorganismes (champignons, bactéries, virus) et des plantes, ainsi qu’en biologie moléculaire et génétique.

- Phytopathologie , Philippe Lepoivre, 2003, De Boeck Supérieur - Plant Pathology, Agrios, 5th ed, 2005, Academic Press - Symbiose, Marc-André Selosse, 2000, Vuibert - Hungry Planet: Stories of Plant Diseases, Gail L. Schumann and Cleora J. D’Arcy, 2017,.

Janvier.

ORSAY

Pr E. Durand; Pr V. Lebon; Dr F. Besson; Dr F. Frouin; Dr G. Grimon; Dr L. Bridal; Dr F. Dollé; Dr C. Chapon.

L'UE se déroule sur 2 semaines au second semestre de l'année. Elle est constituée de cours magistraux (CM) et de Cours/Travaux Dirigés (TD).

L’objectif de cette UE est de connaître les différentes modalités d’imagerie biomédicale, d’en comprendre les bases et les caractéristiques, de décrire l’utilisation et l’indication pour chaque modalité.

Enseignements :
Introduction à l'Imagerie médicale: Applications cliniques et pré-cliniques (CM)
Physique des rayonnements - Interaction avec la matière (CM)
Cinétique des Traceurs (CM)
TEP/TEMP: Bases méthodologiques et Applications (CM)
Optique: Bases méthodologiques et Applications (CM)
Radiotraceurs et radiochimie (CM/TD)
Traitement d'images: représentation et visualisation de l'image (CM/TD)
IRM: Bases méthodologiques et Applications (CM)
IRM: Approfondissement (CM/TD)
Matrices Problèmes inverses (CM)
US: Bases méthodologiques et Applications (CM)
RX: Bases méthodologiques et Applications (CM).

être inscrit en M1 ou équivalent UE ouverte aux biologistes, médecins, physiciens.

Mai - Juin.

KREMLIN-BICETRE

Frédéric Coquelle Stéphane Duquerroy Michel Lemullois Olivier Piétrement Christian Poüs Matthieu Réfregiers Sylvain Trépout Jean-Marc Verbavatz Ting-Di Wu.

Cours (26 heures) : 1) Principes fondamentaux d'optique pour le biologiste 2) Microscopie photonique : transmission, modes de contraste, épi-illumination, techniques de super-résolution 3) Fluorescence, principe et applications 4) Microscopie électronique (ultra-structurale et moléculaire) 5) Spectroscopies 6) AFM, SEM et STEM 7) Cristallographies X et électronique 8) Microscopies multi-échelles, multimodales et intégratives

TD, séances sur ordinateur (12 heures) : - Initiation à l'analyse d'image. - Cristallographie - Analyse d'article

TP sur plate-forme (12 heures) : - 2 TP à choisir dans les registres suivants : 1/ Imagerie moléculaire (cristallographie X, RMN, microscopie électronique, synchrotron) 2/ Imagerie ultra-structurale cellulaire et tissulaire (microscopies photonique et électronique, cytométrie, synchrotron) 3/ Imagerie chimique cellulaire et tissulaire (SIMS, TEM analytique, synchrotron) 4/ Imagerie de l'organisme (Scanner, micro-TEP, IRM) 5/ Autres modes d'imagerie (AFM, synchrotron).

- Décrire les notions fondamentales d'optique nécessaires à l'obtention d’images de matériels biologiques
- Expliquer les principes théoriques de divers modes d'acquisition d'images utilisés en biologie
- Utiliser des outils d'imagerie sur des plates-form.

Aucun.

Biological Confocal Microscopy, 3ème édition, James B. Pawley, ISBN : 978-0-387-25921-5 La Microscopie Electronique, Edition Puf, Christian Colliex, ISBN : 2-13-048665-7.

Janvier.

ORSAY

Pr Sylvain FISSON.

Dès les premiers jours de la rentrée universitaire, les « Masteriales UEVE » se dérouleront sur 48 heures consécutives au cours desquels les étudiants doivent se répartir en équipes (e.g. quadrinomes). A l’issue de ces 2 jours, une présentation orale des réflexions et des réalisations concrètes devra être faite devant une équipe enseignante pluridisciplinaire et éventuellement un parterre de scientifiques, de représentants du secteur privé, de spécialistes en communication et de financiers. Les étudiants devront compléter un dossier d’appel d’offre de recherche (eg. type ANR simplifié) qui sera transmis au Responsable pédagogique de l’UE la semaine suivante.

Modalité du contrôle des connaissances (MCC) : - Partiel de 1re session sous forme d'un examen oral (EO) et écrit (EE) - Partiel de 2nde session sous forme d'un examen écrit (EE) et/ou oral (EO)

Calcul des notes finales (F) : - 1re session: F 1/2 EO + 1/2 EE - 2nde session: F EO et/ou EE.

Le concept de « Masteriales » vise à faire concevoir par les étudiants en petits groupes, un projet de recherche thématique et/ou technologique innovant dans un temps limité (48h) et de le présenter de façon argumentée devant un jury de scientifiques académiques et du privé. A l’issue de leurs présentations, les étudiants doivent répondre à un appel d’offre de recherche (eg. type ANR simplifié). Se déroulant dès les premiers jours de la rentrée universitaire, cette édition annuelle des « Masteriales » permet une meilleure cohésion de groupe, une désinhibition éventuelle et une prise de confiance des étudiants. Ils découvrent aussi certaines difficultés inhérentes à la conception de projets de recherche.

A l'issue de cet enseignement, les étudiants seront capables :
a) de définir un projet scientifique innovant
b) de gérer un travail d'équipe et de répartir les tâches
c) de synthétiser des informations pour restitution orale et écrite
d) de présenter oralement de façon claire et percutante un projet d’équipe
e) de compléter un dossier de demande de financement de recherche.

En amont de cet enseignement, les étudiants devront avoir acquis en Licence (L1, L2, L3), les bases fondamentales de biologie cellulaire, physiologie, biochimie et/ou bio-informatique.

Articles scientifiques (e.g. journaux internationaux référencés dans Pubmed, incluant Médecine/Sciences) pour s'inspirer de l'actualité des avancées scientifiques, médicales et technologiques.

Septembre.

EVRY

Pr Sylvain FISSON Dr Odile BRONCHAIN.

From the first days of the start of the academic year, the "Masteriales" will take place over 48 consecutive hours during which students will be divided into teams (e.g. quadrinomes). At the end of these two days, an oral presentation of the project and some concrete achievements will have to be made in front of a multidisciplinary teaching team and possibly an assembly of scientists, representatives of the private sector, specialists in communication and financiers. Students will be required to complete a research tender dossier (eg simplified research grant format) which will be sent one week later to the head of the unit.

Modality of the control of the knowledge (MCC): - 1st session part in the form of an oral exam (EO) and written exam (EE) - 2nd session semester in the form of a written exam (EE) and/or oral exam (EO)

Calculation of the final grades (F): - 1st session: F 1/2 EO + 1/2 EE - 2nd session: F EO and/or EE.

The concept of "Masteriales" aims to have students in small groups design an innovative thematic and/or technological research project in a limited time (48h) and to present it in an argumentative manner in front of a jury of academic and private scientists. At the end of their presentations, students must respond to a call for research (eg, simplified ANR type). Taking place from the first days of the start of the academic year, this annual edition of "Masteriales" allows a better group cohesion, a possible disinhibition and a confidence-building of the students. They also discover some of the difficulties inherent in designing research projects.

At the end of this course, students will be able to:
a) to define an innovative scientific project
b) manage teamwork and divide tasks
c) to synthesize information for oral and written restitution
d) to present clearly and forcefully a team project
e) complete a research funding application.

Upstream of this course, the students will have acquired in License (L1, L2, L3), the fundamental bases of cell biology, physiology, biochemistry and/or bioinformatics.

Scientific articles (e.g. international journals referenced in Pubmed) to draw inspiration from current scientific, medical and technological advances.

Septembre.

Carène Rizzon, MCF, UEVE, Yolande Diaz, MCF, UEVE, Nathalie Boudet, MCF, UEVE, Marie-Hélène Mucchielli-Giorgi, PR, UEVE.

CM : 12h TD : 12h.

La bio-informatique est une discipline à part entière pour étudier des données biologiques toujours plus complexes. Dans le cadre de ce module seront présentés un panel d'outils bio-informatiques de base désormais indispensables en biologie. L'accent sera mis sur l'utilisation pratique de ces logiciels.
Cours :
i) Les banques de données biologiques, critères de construction et de consultation ii) Algorithmes et programmes de comparaisons de séquences. Matrices de score. Iii) BLAST : Quel outil utiliser et comment interpréter les données ? iv) Introduction aux outils de la phylogénie moléculaire.
Travaux Dirigés en salle informatique :
i) Consultation et interrogation des bases de données en biologie, ii) Recherche de séquences homologues dans les banques, iii) Etude d'un cas concret de relation structure-fonction, iv) Analyse phylogénétique d'une famille de gènes.

Aucun pré-requis en bioinformatique, Bonnes connaissances de biologie cellulaire et biologie moléculaire.

Décembre.

EVRY

Juan Pelta, Pr en Biochimie et biologie moléculaire, LAMBE, co-directeur du DIM Respore Nathalie Jarroux, Pr synthèse macromoléculaire de matériaux et biomatériaux naturels et synthétiques.

25h : 16h CM, 9h TD Modalités des contrôles des connaissances Présentation d’un article scientifique à l'oral Court dossier scientifique sur une synthèse bibliographique UE filiée.

Définir et introduire les nanosciences, discuter les enjeux pour la biologie, la santé, les biotechnologies, tant au niveau fondamental que pour de futures applications.
Plan
-Fonctionnalisation de surfaces (capteurs, puces …)
-Principe d’une puce à cellule ou d’un capteur moléculaire
-Systèmes pour l’encapsulation et la délivrance
-Nanopores (Principe de la détection en molécule unique des biomolécules et nano-objets; Enjeux pour la biologie, biotechnologies et santé; Nature des Nanopores et nanotubes; Dispositifs expérimentaux; Analyse des données; Séquençage de biomolécules, détection de biomarqueurs et virus, discrimination en taille et masse de biomolécules et polymères)
-Introduction à la microfluidique
-Introduction à l'ingénierie tissulaire et nanosciences (Rôle du microenvironnement sur le comportement cellulaire
influence de la géométrie, forme, élasticité sur la réponse cellulaire)
Compétences complémentaires acquises par l’étudiant durant cette UE : Interface biologie-chimie, recherche bibliographique, présentation à l’oral.

La motivation.

Branton D, Deamer DW, Marziali A, Bayley H, Benner SA, Butler T, Di Ventra M, Garaj S, Hibbs A, Huang X, et al. The potential and challenges of nanopore sequencing. Nat Biotechnol 2008 26:1146-53. Majd S, Yusko EC, Billeh YN, Macrae MX, Yang J, Mayer M. Applications of biological pores in nanomedicine, sensing, and nanoelectronics. Curr Opin Biotechnol. 2010 21:439-76. Oukhaled A, Bacri L, Pastoriza-Gallego M, Betton JM, Pelta J. Sensing Proteins Through Nanopores: Fundamental to Applications. ACS Chem Biol. 2012, 7:1935?49. Restrepo-Pérez L, Joo C, Dekker C. Paving the Way to Single

Février - Mars.

EVRY

Gaelle Lelandais (PU UPSay), Fabrice Confalonieri (PU UPSay), conférenciers spécialistes du domaine.

Les séances (3 h 00) se déroulent en salle informatique, avec une alternance de phases de cours et de phases pratiques de mise en application. Des évaluations des acquis de compétences sont proposées régulièrement aux étudiants sous la forme de questionnaires sur Internet. Le travail en groupe est encouragé lors des mises en applications pratiques. Un forum est mis à la disposition des étudiants, pour favoriser les discussions et le partage d’informations en dehors de la classe.

L’analyse de grands jeux de données est un défi de la biologie actuelle. Il s’agit d’organiser, d’analyser et de valoriser les projets scientifiques reposant sur des approches expérimentales haut débit, ou « omiques » (génomique, transcriptomique, protéomique, etc.). Cette unité d’enseignement vise à mettre en application les outils informatiques et statistiques indispensables aux analyses de données massives (big data en biologie). A l’issue de l’enseignement, l’étudiant sera sensibilisé aux problématiques de la gestion de données et de la reproductibilité des analyses, de l’automatisation des processus d’analyse de données (création de workflows) ainsi qu’aux méthodes de représentation de données (heatmaps, réseaux de gènes ou de protéines). Cet enseignement fonctionnera de manière transverse avec l’UE de M1 « Génomique Fonctionnelle » (même enseignants responsables).

Maîtrise des outils de bureautique classiques, aucun prérequis en programmation informatique.

Février - Mars - Avril.

ORSAY

Graham Noctor, PR Université Paris Sud Hélène Vanacker, MCF Université Paris Sud.

L’UE se déroule sur deux semaines consécutives à l’Institut des Sciences des Plantes de Paris Saclay (bât. 630, université Paris Sud/Paris Saclay, Orsay). Parmi les matières traitées lors des cours : la gestion de la forte lumière ; le stress oxydant ; les mécanismes de défense contre les xénobiotiques (métaux lourds, herbicides) ; les grandes voies du métabolisme secondaire. Ces notions sont illustrées lors de TD interactifs reposant sur des recherches menées par les étudiants sur les fonctions de molécules intervenant dans la réponse des plantes aux stress, activités qui implique la préparation d’un exposé oral sous forme Powerpoint. Les aspects théoriques des cours et des TDs sont complétés par des travaux pratiques permettant aux étudiants de s’initier aux principes de la génomique fonctionnelle en réalisant des mesures complémentaires chez des mutants d’Arabidopsis (PCR, dosages spectrophotométriques d’enzymes et de métabolites). L’évaluation comporte un examen écrit (hors UE).

Le métabolisme des plantes est particulièrement riche. Il est également doté d’une flexibilité permettant à l’organisme de s’acclimater aux conditions contraignantes (stress) comme la forte lumière ou encore la présence de molécules toxiques. Comprendre le fonctionnement des plantes implique forcément des connaissances des principaux mécanismes de gestion de ces stress.
A l’issue de l’UE, les étudiants seront capables de décrire : 1) les grands mécanismes qui interviennent dans la gestion de la lumière par les plantes ; 2) les espèces réactives de l’oxygène, leurs principaux effets biologiques, et les systèmes qui les contrôlent ; 3) les processus et les enzymes impliqués dans les réponses des plantes aux stress chimiques ; 4) les grandes lignes des principales voies de métabolisme secondaire. A l’issue des TP, les étudiants auront acquis des compétences pratiques en techniques de base de biologie moléculaire et de biochimie dans le cadre de l’utilisation de mutants pour mieux comprendre les réponses des plantes aux stress. Les étudiants seront capables de réunir, en un temps limité, les informations disponibles dans les bases de données sur la synthèse et les fonctions biologiques d’une molécule de petite taille impliquée dans les réponses des plantes aux stress, pour en réaliser une présentation orale devant les autres étudiants.

Connaissances de base des grandes fonctions métaboliques de plantes (métabolismes primaires : photosynthèse, respiration, photorespiration, assimilation de l’azote, etc). Notions de bonnes pratiques de laboratoire (TPs).

A voir lors du module.

Janvier.

ORSAY

Marie-Hélène Mucchielli-Giorgi.

Les séances seront répartis en une partie cours et une partie TP.

Le cours commencera par quelques rappels de probabilité et de statistiques (échantillonnage, t-test). Nous verrons ensuite les plans complets et fractionnaires (notion d’alias et de résolution, conception de plans fractionnaires complémentaires) et illustrerons leur utilisation avec R.

Notions de probabilité, statistique descriptive, échantillonnage et tests d'hypothèses.

Février.

EVRY

P. Brezellec, H. Débat, F. Lamy.

Cours : 10h

TD : 15h.

Cet enseignement a pour objectif de fournir les bases de programmation, aux étudiants de Biologie, via le langage python.

Plan du cours :
Programmation python :
- structures de données, variables, affectation
- expressions conditionnelles, notions d'algèbre booléenne
- structures itératives
- traitement de chaînes de caractères, liste, tableaux
- manipulation de fichiers
- fonctions,
- Bibliothèques
Introduction à l'algorithmique : tris, recherche de motifs exacts

Les exercices sont dès que possible pris parmi des applications bioinformatiques qui seront simplifiées à des fins pédagogiques.

Aucun.

Novembre.

VERSAILLES

Ioana Popescu Matthieu Jules Cécile Gasse.

The course module is organized in 16h of lectures and 9h of tutorials to introduce knowledge and methodological tools.

The aim of this module is to give students perspectives in Synthetic Biology, a field where novel biological and biologically based parts, devices and systems are (re)designed and constructed to perform new functions that do not exist in nature.
At the end of the course, students will be able to:
- Explain the strategies employed in the field of metabolic engineering for the production of sustainable biobased compounds
- Analyse simple synthetic regulatory circuits
- Explain the principles of genome engineering techniques and illustrate the synthetic genomics approaches
- Describe several orthogonal systems and analyse their advantages and limitations
Thus, students will have a strategic vision on how to progress in the field of synthetic biology: from the extraction of innovative knowledge from the available biological data to the transformation of the data into new rational and useful knowledge.

Several first semester optional modules are highly recommended: Systems Biology I Systems Biology II Cellular Economics.

Paul S Freemont (Editor) and Richard I Kitney (Editor). Synthetic Biology: A Primer. Imperial College Press, 2012. Daniel G. Gibson (Editor), Clyde A. Hutchison (III) (Editor), Hamilton Othanel Smith (Editor) and J. Craig Venter (Editor). Synthetic Biology: Tools for Engineering Biological Systems. Cold Spring Harbor Laboratory Press, 2017. Christina Smolke (Editor), Sang Yup Lee (Series Editor), Jens Nielsen (Series Editor) and Gregory Stephanopoulos (Series Editor). Synthetic Biology: Parts, Devices and Applications. Wiley-Blackwell, 2018.

Février - Mars - Avril.

EVRY

Claire Lurin, Etienne Delannoy, Véronique Brunaud, Marie-Laure Martin Magniette, Jean Bigeard, Florence Gonnet.

Course Objectives:
Integrative approaches are key steps in the thorough exploitation of omics data and their translation into knowledge. In this module, students will have courses on the architecture and the machinery of the cell, and on the genome and epigenome organization. They will learn how to combine predictive and experimental approaches to decode the genomic information through the structural and functional annotation of genomes. The integration and the querying of heterogeneous data imply to perfectly know their origin in order to take into consideration their quality, relevance and confidence levels. The understanding of this approach is the basis of holistic analyses for systems biology. Students will see different methods to produce transcriptome, ORFeome, proteome and interactome resources and how to integrate them in modeling approaches to have new insights on cellular processes.

On completion of the course students should be able to :
The students should have a good understanding of the challenges posed by integration of omics data. They should be able to understand and summarize a scientific paper in the field.

Novembre.

EVRY

Matthieu Jules (AgroParisTech, Micalis), Vincent Fromion (INRA, MaIAGE), Anne Goelzer (INRA, MaIAGE), Vincent Sauveplane (AgroParisTech, Micalis), Laurent Tournier (INRA, MaIAGE).

The course module is organized in 16h of lectures and 9h of tutorials to introduce knowledge and methodological tools.

Global analyses (omics) currently generate large datasets that do not capture the complexity of living systems. Systems Biology is an approach where omics data are integrated and exploited (compared) through mathematical models of biological systems or sub-systems. The complexity of biological systems and the diversity of issues to be considered require the use of different types of modelling.
In this course, students will explore a number of mathematical approaches to tackle biological issues through the integration of "omics" data. The mathematical approaches include the methods known as constraint-based modeling, i.e. flux balance analysis, resource balance analysis, but also tools specific to the analysis of dynamic systems and Boolean systems.
On completion of the course students will be able to :
•understand and explain the challenges of using constraint-based modeling approaches to describe cellular behaviors
•summarize and present a scientific paper in the field.

The ability to use Matlab will be an asset but is not a prerequisite.

Recent and past scientific articles, to explain the fundamentals and scientific advances in systems biology. Two general references on these approaches : Systems Biology [Textbook], E. Klipp et al, Wiley-Blackwell, 2011. Metabolic engineering in the post genomic era, ed. B.N. Kholodenko, H.V. Westerhoff, Taylor & Francis, 2004.

Décembre.

JOUY-EN-JOSAS

Benoît Alunni, MCF Université Paris Sud Axel de Julien de Zélicourt, MCF Université Paris Sud Marie Dufresne, Pr Université Paris Sud Martine Thomas, MCF Université Paris Sud.

L’UE est organisée en deux semaines consécutives (semaines 50-51). Elle est constituée d’une majorité d’heures de travaux pratiques (42h) dédiées à des expérimentations variées (pathologie végétale, physiologie moléculaire, biochimie, cytologie, analyse de plantes transgéniques) permettant aux étudiants de collecter un ensemble de données sur une question biologique bien cernée. Ces heures sont complétées par : (1) 8h de travaux dirigés conçus comme des discussions interactives sur des démarches scientifiques et (2) 10h de travail personnel, possiblement tutoré afin de rassembler et analyser l’ensemble des résultats à l’échelle du groupe d’étudiants.

L’UE « TP de Biologie végétale » a pour objectif de familiariser les étudiants à une démarche pratique et conceptuelle ainsi qu'à un raisonnement scientifique à partir d’une thématique proche d’une question de recherche. Le thème pourra varier selon les années mais l’idée est de conserver un ensemble de questions intégratives dans le domaine de la réponse des plantes aux stress biotiques et/ou abiotiques. De façon parallèle, les étudiants mettent en œuvre une démarche complète d’un postulat de Koch (diagnostic de l’agent pathogène responsable de symptômes observés sur des plantes). L’approche proposée dans le cadre de cette UE permet l’immersion de l’étudiant dans un thème de recherche actuel et sa familiarisation avec un ensemble de techniques de base des domaines de la physiologie moléculaire végétale et de la phytopathologie.

A l’issue de l’UE, l’étudiant sera en mesure de :

-Suivre rigoureusement un protocole expérimental en biologie végétale
-Mettre en œuvre en équipe une démarche expérimentale en répartissant le travail et les responsabilités
-Collecter, analyser et présenter des résultats scientifiques à l’écrit et à l’oral.

Maîtrise de techniques de base en biologie moléculaire (PCR, électrophorèse sur gel d’agarose) et en biochimie (western blot). Bases en outils bioinformatiques pour collecter des informations sur un gène à partir de son numéro d’accession.

Décembre.

ORSAY

Janek Hyzewicz, cours Andrea Burgo, TD.

Teaching distribution CM : 16h, TD : 9h, all : 25h

Evaluation Session 1: F 1/3 CC + 2/3 EE& Session 2: F EE CCcontinuous monitoring (contrôle continu); EEwritten exam (examen écrit).

Lectures (16h)
I. Introduction to animal transgenesis
II. Design of a transgene
III. Techniques for transgene introduction into a target animal
IV. Molecular tools for genome editing
V. Applications of transgenesis in research and agriculture
VI. How to conserve a transgenic line (example with mouse)

Tutorials (9h)
Analysis of scientific papers concerning the main course topics.

Students are expected to have a strong background in molecular biology and physiology, including animal reproduction, cell and organ functions, molecular signaling, RNA, DNA and protein structure and functions… notions of microbiology, vegetal biology and organic chemistry will be required too.

Applications of animal transgenesis in research: - Li, Zhou. Construction of luciferase reporter gene vector for human MUC5AC gene promoter and analysis of its transcriptional activity. Zhong Nan Da Xue Xue Bao Yi Xue Ban. 2010 Aug;35(8):792-9. - Kautzman et al. Xkr8 Modulates Bipolar Cell Number in the Mouse Retina. Front Neurosci. 2018 Dec 3;12:876.

Example of a technique of gene transfer in embryo: - Takahashi et al. GONAD: Genome-editing via Oviductal Nucleic Acids Delivery system: a novel microinjection independent genome engineering method in mice. Sci Rep. 2015 Jun 22;5:11406.

Example

Février - Mars - Avril - Mai.

EVRY

Christophe Lemaire.

Cette UE se compose d'un cours de 2h permettant une introduction au TP et un rappel des mécanismes et voies de signalisation de la mort cellulaire et d'un TP d'une durée de 3 jours consécutifs.

Ce TP a pour objectif d’étudier, dans des cellules de carcinome cervical humain, l’effet d’un stress génotoxique induit par le Cisplatine, une molécule très utilisée dans l’arsenal chimiothérapeutique anticancéreux. Les approches utilisées dans ce TP incluent la culture cellulaire, la microscopie à épifluorescence, la cytométrie en flux et l’immunofluorescence. Le but sera d’étudier la cinétique de mortalité des cellules en réponse au cisplatine, de déterminer le type mort cellulaire induit (nécrose ou apoptose) et de caractériser la voie de signalisation impliquée (voie extrinsèque ou intrinsèque).

Cette UE est incompatible avec l'UE Oncogenèse, signalisation, cellules souches.

Cette UE de travaux pratiques a pour objectif d’acquérir les connaissances des mécanismes et voies de signalisation de la mort cellulaire (apoptose, nécrose) et de la pratique des méthodes d'études de ces processus.

Connaissance de base de License en Biologie Cellulaire.

Décembre.

UFR des Sciences de l'UVSQ

Cette UE est composée majoritairement de travaux pratiques, elle se déroule sur 7 jours ouvrés pleins consécutifs. Elle comprend également des exposés portant sur la mort cellulaire et des séances de restitution et d’analyse des résultats expérimentaux.

Au terme de cette UE, les étudiants doivent être capables d’(e) :
- Expliquer les modifications cellulaires induites au cours de la mort cellulaire
- Mettre en œuvre, analyser et proposer un protocole expérimental
- Manipuler des cellules de mammifères
- Réaliser des expériences permettant la détection de paramètres impliqués dans la mort cellulaire
- Synthétiser et critiquer des résultats expérimentaux. Proposer des modifications expérimentales.

Etude de la mort cellulaire suite à la stimulation de récepteurs de mort cellulaire ou/et d’agents chimiques cytotoxiques. Après initiation à la culture de lignées de cellules de mammifères, des tests de sensibilité à ces inducteurs de la mort cellulaire seront réalisés. La détection de molécules de signalisation mises en jeu par ces inducteurs et de différents paramètres de la mort cellulaire, permettant de caractériser celle-ci, seront effectués en utilisant des techniques de cytométrie en flux, de biochimie et de microscopie.

Les connaissances acquises au cours de l’UE Socle scientifique permettent d’avoir les bases nécessaires pour suivre cette UE.

Revues scientifiques sur la mort cellulaire et l'apoptose.

Juin.

ORSAY

4 cours et 4 TDs.

Comprendre le role des acteurs de l'épigenèse dans la differenciation et la prolifération cellulaire et leur implication dans le développement des cancers.

Avoir fait un L3 biologie santé.

The biology of cancers, Robert Weinberg, garland Science.

Novembre - Décembre.

ORSAY

Cours, travaux expérimentaux et travaux dirigés sont répartis sur les deux semaines. Au cours de la quinzaine, les étudiants réalisent en binôme un compte-rendu des séances de travaux pratiques et une présentation orale d'un article scientifique. L'examen écrit a lieu en fin de semestre.

A la fin de cette UE, les étudiants devraient être capables de :
- Décrire et comparer la structure des différents éléments du cytosquelette ainsi que leur dynamique
- Expliquer et justifier le lien entre les structures du cytosquelette et leurs fonctions au sein des cellules
- Montrer l’importance du cytosquelette et de sa dynamique dans le système immunitaire, l’infection virale et la transformation maligne
- Identifier, comparer et expliquer les principales techniques d’imagerie et de marquages fluorescents utilisés en biologie cellulaire
- Analyser et interpréter (à l’écrit et à l’oral) des résultats expérimentaux tirés d’articles scientifiques portant sur les thèmes et techniques abordés en cours et en travaux expérimentaux durant l’UE
- Utiliser et réaliser les techniques de biologie cellulaire suivantes : culture de cellules animales, marquages fluorescents de protéines cellulaires, analyse en microscopie à fluorescence ou à transmission
- Rédiger un compte-rendu de travaux pratiques sous la forme d’un article scientifique.

Licence générale en Sciences de la vie.

Molecular Cell Biology - Lodish et al.

Novembre - Décembre.

GIF-SUR-YVETTE

Cette UE de TP se déroule toute la journée (à partir de 9h00), du lundi au vendredi, et ceci sur deux semaines consécutives. Les expériences se déroulent en continu, entrecoupées par des temps de présentation et d’explication des protocoles, ainsi que des mises au point et des rappels théoriques en biologie moléculaire et biochimie concernant les thèmes abordés au cours de ces TP. Ils offrent également la possibilité aux étudiants de refaire en toute autonomie 4 des 5 expériences effectuées, avec éventuellement des variantes de protocole. Un contrôle continu est réalisé au cours de l’ensemble des TP, tenant compte de l’aptitude expérimentale des étudiants, de leur capacité à travailler en équipe et de la rédaction du cahier de laboratoire, auquel s’ajoute une épreuve orale portant sur la présentation d’une des expériences des TP, et une épreuve écrite permettant d’évaluer les connaissances acquises au cours de l’UE.

Le thème de ces TP concerne l'étude des facteurs de transcription Msn2/4p, responsables de la réponse générale au stress chez la levure avec la mise en œuvre de techniques de biologie moléculaire et cellulaire. À l’issue de ces TP, l’étudiant sera capable : conceptuellement, d’expliquer les différents niveaux de régulation impliqués dans une réponse à un signal environnemental, de définir les différents vecteurs utilisés chez la levure et leur condition d’utilisation, de concevoir des constructions géniques permettant l’inactivation d’un gène ou la production de protéines de fusion, d’analyser et interpréter les résultats expérimentaux, d’en tirer des conclusions ou des hypothèses, de choisir les expériences permettant de les tester. Pratiquement, de caractériser par PCR différentes souches génétiquement modifiées, d’utiliser la technique du gène rapporteur (de sa conception théorique à la quantification de son expression dans des extraits cellulaires), de réaliser et d’interpréter un western-blot, de déterminer la localisation cellulaire d’une protéine fusionnée à la GFP, de rédiger un cahier de laboratoire, de travailler en équipe et de communiquer oralement ses résultats.

Il est demandé en pré-requis un niveau L3 acquis : -sur le plan théorique en génétique fondamentale et inverse, en biologie moléculaire (notamment sur les divers processus de régulation de l’expression génique), en biochimie (enzymologie michaëlienne, détermination de l’activité spécifique d’une enzyme) ; -sur le plan pratique : les conditions basiques de manipulation à la paillasse, en particulier savoir parfaitement utiliser des micropipettes et travailler en condition de stérilité.

- Gasch AP et al., Mol. Biol. Cell 2000 (11): 4241-4257. - Causton HC et al., Cell 2001 12: 323-337. - Estruch F, Carlson M, Mol. Cell. Biol. 1993 (13): 3872-81. - Schmitt AP, McEntee K, Proc Natl Acad Sci U S A. 1996 (93): 5777-82. - Martinez-Pastor MT e.

Décembre - Janvier.

ORSAY

Dr Bouligand Jérôme, Dr Degerny Cindy; Dr Bonnin Rémy, Dr Géraldine Schlecht-Louf.

L'UE est organisée sur 2 semaines: alternance de quelques cours théoriques et principalement de mise en application pratique. Une séance de TP consacrée au séquençage nouvelle génération de l'ADN est organisée en partenariat avec la société Illumina. La validation de l'UE repose principalement sur un contrôle continu des résultats et interprétations réalisés en TP (un compte rendu sera attendu à l'issue de chaque séance). Cette évaluation sera complétée par un examen théorique évaluant les connaissances et compétences acquises lors de l'UE.

Cette UE offre aux étudiants la possibilité d’utiliser des outils applicables aux domaines de la biologie moléculaire et cellulaire. Elle permettra aux étudiants de gagner en autonomie pour définir la/les expériences à réaliser pour répondre à une problématique scientifique dans ce domaine.

Au terme de ces 2 semaines, L’étudiant :
•identifiera les étapes théoriques d’une expérience avant de les mettre en application pratique
•réalisera des expériences de cytométrie en flux et de diagnostic moléculaire
•utilisera la plate-forme Galaxy pour traiter les données de séquençage de l’ADN
•analysera et critiquera ses résultats dans un contexte physiopathologique défini.

Aucun en particulier.

Https://galaxyproject.org https://usegalaxy.org/.

Décembre.

KREMLIN-BICETRE

BENIHOUD Karim, PU Université Paris-Saclay CHARGARI Cyrus, PH Gustave Roussy DEFOSSEZ Pierre-Antoine, DR CNRS MICHOT Jean-Marie, PH Gustave Roussy PEYROCHE Gérald, MCU ENS Paris-Saclay REGAIRAZ Marie, MCU ENS Paris-Saclay RICORT Jean-Marc, PU ENS Paris-Saclay + autres PH de Gustave Roussy.

Les exercices proposés aux étudiants permettront d’évaluer : -l’acquisition des connaissances et compétences attendues au sein de cette UE grâce à des questions de cours et/ou de synthèse portant sur des éléments fondamentaux vus en cours et en TD ; -les capacités à analyser des résultats expérimentaux et à construire des hypothèses scientifiques pertinentes à partir de l’étude d’extraits d’articles scientifiques récents.

A la fin de cette UE, les étudiants devraient être capables de :
-Identifier, décrire et expliciter les mécanismes moléculaires et cellulaires fondamentaux à l’origine des cancers
-Présenter et décrire les facteurs qui participent à la progression tumorale
-Mettre en relation les différents acteurs d’un cancer
-Expliquer les éléments concourant à la spécificité d’un cancer
-Présenter des techniques d’identification et de caractérisation des cancers
-Décrire et expliquer les principes de stratégies thérapeutiques antitumorales
-Distinguer et présenter les différentes phases d’un essai clinique
-Analyser des résultats expérimentaux dans différents domaines de la cancérologie
-Formuler des hypothèses scientifiques à partir de résultats expérimentaux.

Niveau de L3 générale en Sciences de la Vie en : -Biologie moléculaire -Biologie cellulaire -Génétique -Biochimie -Métabolisme.

Février - Mars - Avril.

Sophie Netter, Anne-Marie Pret, Frédéric Crémazy, Agnès Baudin-Bailleu.

Au cours de cette UE, les étudiants seront amenés à: - Produire des réponses à des questions précises, données par les enseignants, portant sur les revues scientifiques et les argumenter au cours d'une discussion avec les enseignants, avant les cours/conférences

- Participer aux cours/conférences et engager des discussions sur les thèmes traités, soit au niveau scientifique, soit au niveau technique

- Analyser à l'aide de l'informatique les alignements entre des séquences issues du crible génétique (basé sur des insertions génomiques aléatoires d'éléments mobiles) et celles trouvées dans les bases de données des séquences génomiques et d'éléments mobiles

- Réaliser une recherche bibliographique pour identifier un article d'intérêt concernant le gène candidat issu du crible génétique et l'identification du site d'insertion dans le génome de l'élément mobile correspondant

- Faire un exposé oral synthétique du travail personnel d'informatique et bibliographique.

Au terme de cette UE, les étudiants seront capables de:

- Différencier les mécanismes du contrôle de l'expression génique reposant sur l'information génétique au niveau de séquences cis-régulatrices des gènes de ceux régulés par des processus épigénétiques

- Expliquer plusieurs mécanismes épigénétiques du contrôle de l'expression génique agissant au niveau de la chromatine, des ARN non codants, de la conformation 3D des chromosomes et des protéines prions.

- Décrire et interpréter les données scientifiques présentées dans des revues portant sur les thèmes traités dans les cours/conférences.

- Interpréter l'effet mutagène des éléments mobiles sur l'expression génique selon leurs sites d'insertion dans les différentes régions régulatrices ou codantes des gènes

- Déterminer des gènes candidats dont l'expression est modifiée par l'insertion d'un élément mobile en exploitant des données de séquences obtenues suite à un crible génétique

- Utiliser des programmes informatiques d'alignement de séquences pour comparer ces séquences expérimentales à celles présentes dans les bases de données des génomes et des éléments mobiles

- Interpréter l'annotation des gènes dans les bases de données des séquences des génomes.

Pour bénéficier pleinement des enseignements de cette UE, les étudiants doivent maitriser les bases de: - la génétique formelle et moléculaire - la génomique fonctionnelle.

Les cours/conférences de cette UE reposent sur les thèmes traités dans les revues suivantes données en titre d'exemple. Les revues utilisées peuvent changer d'une année à l'autre.

Atkinson et al. (2016) Prion protein scrapie and the normal cellular prionprotein. Prion 10:63-82

Bonev and Cavalli (2016) Organization and function of the 3D genome. Nat. Rev. Genet. 17:661-678.

Blein and Laufs (2016) MicroRNAs (miRNAs) and Plant Development. In: eLS. John Wiley & Sons, Ltd: Chichester.

Dykes and Emanueli (2017) Transcriptional and Post-transcriptional Gene Regulation by Long Non-coding RNA

Janvier - Février.

VERSAILLES

Organization: The course is based on active learning. Students will be invited to work autonomously on individual or group projects before classes, using provided training documents. The time spent in class is dedicated to interactive sessions with teachers (work presentation; debate; methodological training; tutoring activities). The course is organized into 3 periods or blocks that allow for progressive achievement of learning objectives: Block 1: Problematics and concepts in developmental biology. Block 2: Tools and methods in developmental genetics. Block 3: Exploitation of concepts and methods to explore developmental processes at different scales (tissue/organ or cellular level) and in different contexts (embryonic development, regeneration, modeling of human pathologies, evolutionary processes).

Disciplinary objectives: To integrate multi-scale approaches in the organism through developmental genetics problematics. The knowledge acquired in this course will be an asset for further studies in different M2 programs, whether or not the student chooses to pursue in the developmental biology field.

Learning outcomes: At the end of the course the student should be able to:
- Formulate central concepts and problematics in developmental biology.
- Interpret, question and criticize scientific data in the field of developmental biology.
- Identify the appropriate methodology (genetic tools & technics) required for studying developmental processes at different scales and in various model organisms.
- Autonomously read, understand and criticize developmental genetics articles.
- Identify, extract and present (by oral or writing) relevant information from articles on developmental genetics.
- Perceive the relevance of developmental biology knowledge beyond the discipline itself.

Prerequisites: No specific prerequisites in developmental Biology are required. Fundamentals of Genetics, Cell Biology, Cell Signaling and Biochemistry acquired during the core courses will be exploited in the context of the developing organism.

Bibliography: Specific articles will be provided during the course. Basic concepts of developmental genetics can be consulted in "Developmental Biology" from Scott F. Gilbert (Eleventh Edition) or in "Principles of Development" by Lewis Wolpert (Oxford University Press).

Février - Mars - Avril.

ORSAY

Sylvina Bouleau Isabelle Guenal Aurore Rincheval.

L’UE de 2,5 Ects se décompose en 10h de cours magistraux et 15h de travaux dirigés. La partie cours se décompose en 5 cours de 2h chacun, dispensés par des enseignants de l’UVSQ et des intervenants extérieurs. Les cours abordent différents processus cellulaires tels que le développement et la différenciation cellulaire (intestinale, thymique, myogenèse) ainsi que diverses pathologies. Les TDs permettront d’aider les étudiants à mettre en place leur analyse d’article scientifique. Les analyses d’article seront présentées en binôme lors des séances de TD devant les autres étudiants. Deux notes permettront d’évaluer cette UE : une note orale (50%) et une note écrite sous forme d’un examen terminal permettant d’évaluer la compréhension d’un article scientifique (50 %). Les articles sont donnés préalablement aux évaluations afin de permettre aux étudiants de les étudier en amont des examens (oraux et écrits).

Au terme de cette UE, les étudiants devraient être capables de décrire la construction d ’un article de recherche scientifique international. Ils seront sensibilisés à l’importance de la recherche fondamentale et à l’approche de différents modèles d’étude en biologie cellulaire. Ils devront être capables d’utiliser et de rechercher des connaissances théoriques pour contextualiser les données d’une recherche scientifique. Ils devraient aussi être capables de présenter clairement et de façon didactique des articles de recherche internationales.
Dans cet objectif, les cours sont proposés avec une approche théorique mais aussi expérimentale permettant d’amener les étudiants vers une compréhension du raisonnement scientifique et de la présentation de résultats obtenus. Les thèmes abordés en cours serviront d’appui aux étudiants pour travailler leurs articles scientifiques directement rattachés aux sujets de ces cours. Les TDs permettront de mettre en place leur analyse d’article scientifique. Ce travail conduira à une présentation orale effectuée par l’étudiant devant l’ensemble du groupe de TD.

Les étudiants doivent avoir suivi des enseignements de biologie cellulaire et connaitre le fonctionnement général d’une cellule eucaryote et de ses organites. Ils doivent aussi connaitre les techniques permettant d’étudier le fonctionnement cellulaire telles que par exemple la microscopie, le fractionnement cellulaire, le Western-Blot, etc….

Novembre - Décembre.

MONTIGNY-LE-BRETONNEUX

Anne-Marie Pret (UVSQ), Jean-Luc Ferat (UVSQ).

Cette UE est découpée en 3 parties. Au cours de la première partie, les éléments génétiques impliqués dans la Dynamique des Génomes, ainsi que les fonctions biologiques associées, seront définies. La deuxième partie portera sur l’impact des éléments génétiques précités sur la pathogénicité, l’expression des gènes, l’émergence de nouveaux gènes et sur l’adaptation des organismes à leur environnement. Enfin, dans la 3e partie de ce module, des cas emblématiques de domestication d’éléments mobiles seront étudiés (évolution transposon/intron, la télomerisation chez Drosophila melanogaster, le Mating Type chez Saccharomyces cerevisiae, la recombinaison VDJ, la transition micronoyau/macronoyau chez les ciliés). Ces exemples représentent sans doute la meilleure illustration de l’importance des éléments mobiles et l’une des raisons de leur diversité.

Cette UE poursuit deux objectifs. Le premier est de rendre compte de l’élasticité des génomes et de montrer l’importance des éléments mobiles dans cette élasticité et donc dans l’adaptation des génomes à leur environnement. Le deuxième objectif mettra l’accent sur l’importance des éléments mobiles au travers de leur domestication dans le renouvellement, le remplacement et la création des fonctions biologiques devenues essentielles pour l’organisme hôte.

Février - Mars - Avril.

VERSAILLES

L’enseignement sera dispensé sous forme de cours et TD, accompagnés par une mise en pratique des notions acquises au cours de TP. Des conférences faites par des chercheurs/enseignants-chercheurs spécialistes du domaine étudié viendront compléter l’enseignement.

L’UE ‘Dynamique Membranaire et Signalisation’ vise à expliciter le rôle des différents constituants de la membrane, et de leur dynamique, dans le contrôle de nombreuses fonctions cellulaires. L’organisation et la structure des composants membranaires, ainsi que les mécanismes moléculaires gouvernant la fusion/fission membranaire seront développés au cours de cette UE. De plus, le rôle des différents lipides membranaires dans la régulation de nombreuses voies de signalisation et par conséquent leur implication en pathophysiologie seront des points essentiels abordés au cours de cette UE.

Objectifs d'apprentissage visés:

-Définir la composition et décrire l’organisation des différents constituants membranaires.
-Énumérer différentes fonctions cellulaires contrôlées par la dynamique des lipides et des protéines membranaires
-Décrire les mécanismes moléculaires associés aux fonctions cellulaires contrôlées par les différents composants membranaires
-Associer des dysfonctionnements des membranes à des processus (patho)physiologiques
-Formuler des hypothèses permettant d’expliquer un résultat scientifique
-Se baser sur un mode opératoire pour concevoir un protocole expérimental
-Présenter à l’oral les résultats obtenus au cours des séances de TP.

Avoir acquis les bases de biochimie et de biologie cellulaire des membranes enseignées en L3 : organisation générale des membranes, notions sur les différents types de protéines membranaires présents au sein des membranes et sur leurs fonctions. Capacité à travailler en groupe.

- Molecular Biology of the Cell (Alberts et al) - Biochimie et biophysique des membranes (Shechter) - Principes de Biochimie (Lehninger, Nelson, Cox).

Janvier.

ORSAY

Sébastien Bloyer (PU UPSay), Pierre Grognet (MCU, UPSay), Fabienne Malagnac (PU UPSay), Benoit Moindrot (MCU UPSay) + invited speakers (University Paris-Saclay).

This course, will combine a series of : - Lectures (chromatin epigenetics, nuclear 3D-organization, cytoplasmic inheritance, X-chromosome inactivation…) - Tutorials (epigenomics, prions, X-chromosome inactivation, chromosome conformation capture,…) - Conferences presented in the form of lectures by researchers

The course is organized over 8 weeks (half day/week), including lectures (9 hours), tutorials (5 x 2 hours) and conferences/lectures (3 x 2 hours). During tutorials students will be divided in 2 groups, one in English one in French. Students will choose their group at the beginning of the course.

During this course, the following topics will be discussed:
- How epigenetic mechanisms impact on gene expression controls, how they structure the 3D compaction of the genome and how they can be altered in human pathologies, like cancers.
- How several layers of epigenetic mechanisms are integrated during development, using the example of X-chromosome inactivation
- How epigenetic memory is set-up during differentiation and erased (stem cells (re)programming)
- How epigenetic traits can be transmitted based on self-templating structural inheritance, using the example of prions.
- Additional examples of integrated epigenetic mechanisms, at the organism or population levels, will be presented by invited researchers. Two examples in the past years: The cast and sexual polyphenisms in honey bees and aphids; The impact of nutrition on metabolic diseases and cancers

At the end of this course, the students should be able to
(1) Name, describe and discuss the different epigenetics layers impacting on gene expression levels
(2) Analyze and interpret epigenetic and epigenomic figures
(3) Portray and detail few integrated examples of epigenetic inheritances.

L3 levels in cell biology (cellular and nuclear structure), genetics (mendelian inheritance) and molecular biology (gene regulation) are requested. In addition, notions of genomics, high-throughput sequencing methods and epigenetic mechanisms developed in the Master 1 core course should be understood and comprehended.

Books available at Paris Saclay libraries: - Epigenetics by C. David Allis, Marie-Laure Caparros, Thomas Jenuwein and Danny Reinberg - Epigenetics, Nuclear Organization and Gene Function with Implications of Epigenetic Regulation and Genetic Architecture for Human Development and Health by Lucchesi and John C.

Web links : - EpiGensSys European Network Website: http://www.epigenesys.eu/fr/ - Edith Heard’s lectures at the Collège de France (in French): https://www.college-de-france.fr/site/en-edith-heard/_course.htm.

Février - Mars - Avril.

ORSAY

Jérôme Bouligand Sandrine Dulong Abdel Ghoumari Nicolas Noël Géraldine Schlecht-Louf Ken Olaussen.

Les cours théoriques auront lieu les jeudis après-midi. L’enseignement est complété par un cours sur la méthodologie de présentation orale de données scientifiques et par une séance de présentation orale des articles scientifiques (approfondissant des thèmes abordés en cours) par les étudiants eux-mêmes. La présentation d’article est obligatoire car elle est notée en contrôle continu.

Il s’agit de construire, à partir des connaissances acquises grâce au socle commun, une meilleure compréhension de la dérégulation des mécanismes cellulaires et comment cela aboutit à certaines pathologies (neuro-dégénératives, inflammation et VIH, les dystrophies musculaires, les cancers, maladies endocrines…) Sera également abordé le rôle de la chronobiologie dans les maladies (diabète, cardiologie, cancérologie, pharmacologie). Cette sélection de thèmes a pour but d’illustrer comment certaines cellules normales peuvent évoluer vers des phénotypes pathologiques et de réfléchir à des moyens de prévention et d’une meilleure prise en charge de ces maladies.
Plan :
- Manipulation des cellules infectées par les virus: le jeu de cache-cache des virus avec le système immunitaire
- Inflammation et VIH
- La neuro-dégénérescence
- Rôle de la chronobiologie dans les maladies (diabète, cardiologie, cancérologie, pharmacologie)
- Pathologies associées aux défauts de la réparation et de la réponse aux dommages de l’ADN
- Pathologies en endocrinologie liées à la dérégulation de la signalisation cellulaire
- Introduction aux biomarqueurs en cancérologie
- L’art de l’exposé scientifique.

Savoir comment la cellule se différencie, communique, prolifère et s’adapte à son environnement. Il faut également avoir des notions d’immunité et des réponses au stress et comment la cellule est capable d’induire sa propre mort afin d’assurer le bon fonctionnement de l’ensemble de l’organisme (homéostasie tissulaire). C’est dans la compréhension de la « plasticité » cellulaire que nous allons pouvoir commence à aborder des situations de pathologie cellulaire.

- Paiardini & Müller-Trutwin. HIV-associated chronic immune activation. Immunol Rev. 2013 - Keijzers G, Bakula D, Scheibye-Knudsen M. Monogenic Diseases of DNA Repair. N Engl J Med. 2017 - Bass & Takahashi. Circadian integration of metabolism and energeti.

Mai - Juin.

KREMLIN-BICETRE

Marie-Anne Debily Elisabeth Petit-Teixeira Researchers of Genopole® campus and Gustave Roussy Cancer center.

The course consists in lectures, analysis of genomic studies based on several publications during tutorials and illustrations by research seminars given by Genopole® campus and Gustave Roussy Cancer center experts that will highlight the contribution of these global approaches to the understanding of cellular processes and human complex diseases. Oral presentations of scientific research will be held by the students in a seminar format during the course.

This course provides a thorough knowledge of genome-wide studies from experimental design to integrative data analysis: Explore genomic variations in both health and disease to understand gene function and regulation of expression, decipher pathogenesis mechanisms, identify therapeutic opportunities and treatments in the context of precision medicine.

-Enumerate and differentiate large-scale sequencing technology driven-approaches at different levels, i.e. genomics, transcriptomics, epigenetic landscapes.
-Determine which technology to use among a broad spectrum of functional genomics methods to address specific biological questions
-Precise the main classification methods œfor patient stratification and identification of co-regulated genes
-Interpret results of large-scale experimental datasets in a scientifically stringent manner
-Critically examine research publications dealing with functional genomics
-Understand how to identify altered signaling pathways, biological process and biomarkers from genes list by functional annotation tools,
-Specify the advantages of single-cell approaches regarding the dynamic of transcriptome, tissue complexity or polyclonal sample content.

Molecular Biology of the Cell: Alberts, Johnson, Lewis, Raff, Roberts, Walter Scientific articles and review on recent concepts and advances in Applied genomics.

Février - Mars - Avril.

EVRY

Emmanuelle BAUDRY, Antoine BRANCA, Myriam HARRY.

Enseignement de 25h sous forme de cours intégré en session de 2 ou 3h. Une visite de la grande galerie de l’Evolution permettra d’illustrer les thèmes des forces évolutives notamment la sélection liée aux actions anthropiques. Un exposé s’appuyant sur l’un des thèmes abordés lors de la visite et 2 articles scientifiques sera préparé et présenter lors d’une séance d’enseignement.

En s’appuyant sur des exemples, différentes applications actuelles dans le domaine de la génomique évolutive seront présentées sous forme de cours intégrés tout en abordant les aspects fondamentaux de cette discipline. Seront traités : l’apport de la génétique des populations en éco-épidémiologie, les entités sélectionnées et l’adaptation des espèces aux changements anthropiques, la recherche les traces de l’adaptation dans les génomes, la relation phénotype/génotype, l’histoire des populations en étudiant leurs gènes, ainsi que la génomique appliquée à la préservation des espèces menacées.

A l’issue de cet enseignement, les étudiants seront capables :
- de décrire et évaluer la diversité génétique à différentes échelles,
- de formuler une question scientifique en génétique et génomique des populations et de proposer une méthodologie adaptée (échantillonnage, outils d’analyse, traitement des données) pour y répondre
- d’analyser de façon critique un travail de recherche.

Notion de biologie évolutive et de génétique.

Biologie Evolutive de Thierry Lefevre, Frédéric Thomas, Michel Raymond, éditions De Boeck Université Evolution Biologique de MarK Rideley, éditions De Boeck Université Génétique Moléculaire et Evolutive de Myriam Harry, Editions Maloine.

Février - Mars - Avril.

ORSAY

L’organisation pratique consiste en des enseignements assurés par des enseignants experts dans leur domaine sous forme de cours de 1h à 2h chacun. Le nombre total d’heures d’enseignement est de 36h. Le contrôle des connaissances repose sur un contrôle continu et un examen.

L’unité d’enseignement de génétique humaine a pour but l’acquisition des bases génétiques des maladies humaines, des mécanismes pathogéniques des mutations, des approches méthodologiques visant à identifier les bases génétiques (ACPA, séquençage haut débit) et les bases physiopathologiques de ces affections (modèles cellulaires et animaux). Elle présente les bases génétiques, physiopathologiques et approches thérapeutiques de maladies génétiques humaines telles que les maladies neuromusculaires, les neuropathies héréditaires, les déficits constitutionnels de l’hématopoïèse, la mucoviscidose, les anomalies congénitales de la glycosylation, les anomalies cytogénétique en onco-hématologie, les hypogonadismes hypogonatropes, la maladie de Hirschprung, les hypercholestérolémies et les cholestases hépatocytaires.

Les prérequis sont une connaissance des bases moléculaires du génome humain, de la structure et l’expression des gènes, des bases moléculaires du mode de transmission des maladies génétiques.

Steward CA, Parker APJ, Minassian BA, Sisodiya SM, Frankish A, Harrow J. Genome annotation for clinical genomic diagnostics: strengths and weaknesses. Genome Med. 2017 9:49

Wise AL, Manolio TA, Mensah GA, Peterson JF, Roden DM, Tamburro C, Williams MS, Green ED. Genomic medicine for undiagnosed diseases. Lancet. 2019 394:533-540.

Septembre - Octobre - Novembre - Décembre.

KREMLIN-BICETRE

Agnès Baudin-Baillieu Anne Helbling Leclerc Pierre Grognet Fabienne Malagnac.

Répartition à parts égales entre les cours et les travaux dirigés. Les travaux dirigés ont vocation à développer l'esprit d'analyse, de synthèse et le regard critique des étudiants. Pour cela ils sont construits à partir de résultats publiés dans des articles scientifiques qui sont discutés par les étudiants avec l'aide des enseignants.

L'enseignement se déroule sur quatre semaines à raison de deux jours complets par semaine (Mardi et Jeudi).

Objectifs:
- Comprendre les mécanismes moléculaires qui assurent à la fois la pérennité et la variabilité des génomes
- Acquérir les méthodologies utilisées en génétique humaine afin d’identifier les gènes dont les mutations sont responsables de maladies d’origine génétique ou de prédisposition aux cancers

Plan du cours:

modes de transmission
méthodologie d’études
clonage positionnel
GWAS
maladies à amplification de triplets
maladies à empreinte
maladies mitochondriales
pharmacogénétique
approche par saut d’exon
conseil génétique
Mécanismes de réparation (BER, NER, MMR, NHEJ, RH ….)
Invasion des génomes par l’ADN (LINE, SINE …)
Réparation et cancer

Plan des TDs:

Analyse d’arbres généalogiques
Paraplégies spastiques familiales
Incontinentia Pigmenti
Dystrophie facio-scapulo-humérale
BRCA1 et prédisposition aux cancers du sein
Réparation de type NER
Polymérases trans-lésionnelles
Réarrangements génétique et diversité des Ig
Stabilité des télomères.

Connaissances de base en biologie moléculaire et génétique formelle.

Lectures recommandées: - Biologie moléculaire et médecine de JC. Kaplan et M. Delpech, ed : Flammarion - Human Molecular Genetics de Strachan et Read - Principes de génétique humaine de J. Feingold, M. Fellous et M. Solignac, ed : Hermann - Génétique médicale (de la biologie à la pratique clinique) de Read et Donnai, ed : de boeck - Biologie Moléculaire du gène de Watson J., Baker T., Bell S., Gann A., Levine M. et Losick R. ed : Pearson.

Novembre - Décembre.

ORSAY

I. Guénal, Pr UVSQ J-M. Corsi, MCU UVSQ S. Netter , MCU UVSQ AM. Pret, Pr UVSQ S. Szuplewski, MCU UVSQ.

Cours et conférences (30h) complétés par des séances de travaux dirigés (20h), visant à interpréter et discuter des résultats expérimentaux issus d’articles scientifiques. Lors des cours et travaux dirigés les étudiants seront amenés à proposer des expériences dans le but de répondre aux problématiques abordées lors des cours. Les modalités d'examen consistent en un examen écrit et un contrôle continu basé sur un article préalablement fourni.

Cette UE décrira les processus clefs du développement et de la différenciation (cellules souches, dédifférenciation, trans-différenciation…) chez différents organismes modèles (vertébrés et invertébrés). Les mécanismes (contrôle de l'expression génique, contacts cellulaires…) et les voie de signalisation qui permettent à une cellule de modifier son devenir au cours du développement y seront étudiés. Les outils et méthodologies de génétique moléculaire et de biologie cellulaire les plus modernes seront abordés. Le but est de fournir les connaissances nécessaires à l'élaboration d'une démarche expérimentale visant à répondre à une question biologique.
Organismes d'étude : Homme, souris, poulet, amphibien, poisson-zèbre, drosophile, planaire, hydre
-Thématiques développées
* Myogenèse
* Plasticité cellulaire et régénération
* Cils primaires et développement
* Mise en place des axes embryonnaires
* Gènes homéotiques
* Induction du membre des tétrapodes et de l'aile d'insecte

Les objectifs de cette formation sont :
1-Acquérir des connaissances scientifiques sur les mécanismes moléculaires et cellulaires du développement et de la différenciation
3-Acquérir des connaissances théoriques des méthodes d'étude utilisées en génétique cellulaire et moléculaire
4-Analyser des résultats scientifiques
5-Elaborer une démarche expérimentale visant à répondre à une question biologique ayant trait au développement.

Connaissance de niveau licence en biologie du développement, en biologie moléculaire et cellulaire et en génétique.

"Biologie du développement" de Scott F. Gilbert ou "Biologie du développement les grands principes" par Lewis Wolpert.

Février - Mars - Avril.

VERSAILLES

Henri-Jean Garchon, responsable principal Guillaume Sapriel, co-responsable.

Pour la partie génomique humaine, les principes des méthodes d’association sont passés en revue en 3 CM ainsi que les bases théoriques des difficultés rencontrées dans ce type d’étude (dimensionalité, stratification) et les outils associés (imputation, méta-analyses). Les CM se chevauchent avec 5 TD sous forme d’exercices. Les étudiants sont ainsi préparés à réaliser eux-même un GWAS à partir de données réelles lors du TP final qui donne lieu à un rapport écrit. Concernant la génomique des pathogènes, une première partie des CM donnera un aperçu des connaissances de base sur la caractérisation des déterminants génétique du pouvoir pathogène, et sur leur dynamique d’acquisition. Une deuxième partie sera consacrée aux aspects évolutifs et épidémiologiques que permettent de comprendre l’analyse des génomes. Un TD et un TP permettront de mettre en pratique le méthodologies de base vues en cours (phylogénie moléculaire, génomique comparée, analyse de la structure des génomes …).

L’objectif est d’introduire les étudiants à deux problématiques majeures de la médecine génomique, la recherche de gènes associés à une maladie à hérédité complexe par les méthodes d’association pangénomique (GWAS) et la caractérisation des bases génomiques moléculaires de la pathogénicité bactérienne. Ainsi, les étudiants connaitront les principes qui sous-tendent les études d’association en génétique humaine et les précautions à observer (stratification de population, tests multiples). Ils examineront chacune des étapes d’un GWAS sur le plan théorique en CM, comme sur le plan pratique en TD, jusqu’au TP final au cours duquel ils réaliseront un GWAS sur le diabète avec des données réelles. De même, via les méthodes de la génomique comparée, et de la phylogénie moléculaire, ils seront initiés aux bases moléculaires de la virulence des pathogènes, ainsi qu’aux dynamiques évolutives et épidémiologiques de ces organismes.

Des bases solides en génétique sont requises, d’une part pour les aspects mathématiques d’analyse génétiques (statistiques, phylogénie), et d’autre part pour les aspects moléculaires de l’organisation de l’information génétique et de son expression.

P. M. Visscher, N. R. Wray, Q. Zhang, P. Sklar, M. I. McCarthy, M. A. Brown, J. Yang, 10 Years of GWAS Discovery: Biology, Function, and Translation. Am. J. Hum. Genet. 101, 5–22 (2017).

Ramamurthy T, Mutreja A, Weill FX, Das B, Ghosh A, Nair GB. Revisiting the Global Epidemiology of Cholera in Conjuction With the Genomics of Vibrio cholerae. Front Public Health. 2019 Jul 23

Wu HJ, Wang AH, Jennings MP. Discovery of virulence factors of pathogenic bacteria. Curr Opin Chem Biol. 2008 Feb;12(1):93-101.

Février - Mars - Avril.

VERSAILLES

Marie-Anne Debily Elisabeth Petit-Teixeira Chercheurs du campus Genopole® et Gustave Roussy Cancer center.

L’enseignement est organisé sous forme de cours magistraux, d’analyse d’études génomiques basées sur des publications au cours des travaux dirigés et d’illustrations par des séminaires de recherche d’experts du campus Genopole® et Gustave Roussy Cancer center qui mettront en évidence la contribution de ces approches globales à la compréhension des processus cellulaires et des maladies complexes chez l’homme.

Ce cours détaille la réalisation d’études pangénomiques, de la conception expérimentale à l'analyse intégrative de données : Exploration des variations génomiques, détermination des fonctions des gènes, décryptage des mécanismes pathogéniques, identification d’opportunités thérapeutiques & médecine de précision.
-Enumérer et différencier les approches de séquençage à haut-débit à différents niveaux : génomique, transcriptomique & épigénomique.
-Déterminer la technologie de génomique adéquate pour répondre à une problématique donnée
-Préciser les principales méthodes de classification pour la stratification des patients et l'identification de gènes co-régulés
-Interpréter les résultats de jeux de données expérimentales à large échelle de manière scientifique et rigoureuse
-Examiner de manière critique des publications de recherche dans le domaine de la génomique fonctionnelle
-Comprendre comment identifier les voies de signalisation, processus biologiques et biomarqueurs altérés en utilisant des outils d’annotation fonctionnelle
-Spécifier les avantages des approches en cellules uniques pour étudier la dynamique du transcriptome, la complexité tissulaire & la polyclonalité des échantillons.

-Molecular Biology of the Cell: Alberts, Johnson, Lewis, Raff, Roberts, Walter. -Publications scientifiques et articles de revues sur les concepts récents et avancées techniques en génomique fonctionnelle appliquée.

Février - Mars - Avril.

EVRY

Pr Bruno Colombo Pr Christine Baldeschi Dr Hind Guenou.

Nbre heures d’enseignement 25h (8 CM,5 TD, 12 TP) Evaluation : Session 1: F 1/3 CC + 2/3 EE & Session 2: F EE ou EO CCNote de TP; EE examen écrit; EOexamen oral.

Plan :
1- CANCER
I. Introduction aux thérapies géniques et cellulaires
II. Thérapie génique:
A. Objectifs et applications
B. Outils de transfert de gènes: introduction aux vecteurs viraux et non viraux
C. Les approches de la thérapie génique anticancéreuse
III. Thérapie cellulaire:
A. Objectifs et applications: immunothérapies
B. Les approches en immunothérapie anticancéreuse
2- TECHNOLOGIE DES CELLULES SOUCHES ET MÉDECINE RÉGÉNÉRATIVE
I. Des cellules souches à la bio-ingénierie des tissus et des organes
A. Cellules souches et différenciation
B. Biomatériaux
C. Tissus artificiels et organoïdes
II. Applications des cellules souches à la médecine régénérative.
A. Caractéristiques des cellules souches pluripotentes (CSP)
B. Différenciation des CSP en cellules épidermiques
C. Thérapie cellulaire de l'épiderme
TP : Différenciation ostéogénique et adipogénique des CSMs
Les objectifs d'apprentissage visés :
- Décrire l'immunothérapie ou la thérapie génique ou la thérapie cellulaire dans le cancer
- Décrire les applications des cellules souches et des biomatériaux en ingénierie tissulaire
- Développer de bonnes pratiques de laboratoire en culture cellulaire
- Lire des articles scientifiques et discuter de manière critique les résultats et les conclusions.

Solides connaissances en immunologie fondamentale, biologie cellulaire et moléculaire en général.

Livres d'immunologie (par exemple, Janis Kuby, Ivan Roitt, David Male, Charles Janeway) et de biologie cellulaire pour approfondir les fondamentaux. Articles scientifiques (par exemple, journaux internationaux référencés dans Pubmed, y compris Médecine / Sciences) pour suivre l'actualité des progrès scientifiques, médicaux et technologiques.

Février - Mars - Avril.

EVRY

Pr. Bruno Colombo Pr. Christine Baldeschi Dr. Hind Guenou.

Teaching distribution 1-Part related to Cancer 3 hours of Lectures and 3 hours of Tutorials 2- Stem Cell Technology and Regenerative Medicine: 5 hours of lectures, 2 hours of tutorials and 12 hours of practical work 25 hours

Evaluation Session 1: F 1/3 CC + 2/3 EE & Session 2: F EE or EO CCcontinuous monitoring ; EEwritten exam; EOoral exam.

Teaching content :
1- CANCER
I. Introduction to gene and cell therapies
II. Gene therapy:
A. Objectives and applications
B. Tools for gene transfer: introduction to viral and non-viral vectors
C. The approaches of the anti-cancer gene therapy
III. Cell therapy:
A. Objectives and applications: immunotherapies
B. The approaches in anticancer immunotherapies
2- STEM CELL TECHNOLOGY AND REGENERATIVE MEDICINE
I. From stem cells to tissue and organ bioengineering
A.Sources of stem cell
B.Scaffolds
C.Artificial tissue and Organoids
II. Applications of stem cells to regenerative medicine.
A.Definition and characteristics of pluripotent stem cells (PSC)
B.Differentiation of PSC into epidermal cells
C.Implementation of epidermis cell therapy approach from PSC
Practical Work: Osteogenic and adipogenic differentiation of mesenchymal stem cell in vitro.
Expected outcomes :
After the course the students will be able to:
- Describe the immunotherapy or gene therapy or cell therapy in cancer
- Describe the applications of stem cells and scaffolds in tissue engineering
- Develop good laboratory practices for cells culture
- Read scientific articles and critically discuss results and conclusions.
- Demonstrate concision and precision in scientific writing.

Requires initial training in Immunology and cell biology.

Books of immunology and cell biology (e.g. Janis Kuby, Ivan Roitt, David Male, Charles Janeway) to deepen the fundamentals. Scientific articles (e.g. international newspapers referenced in Pubmed, including Medecine/Science) to follow the news of scientific advances, medical and technology.

Février - Mars - Avril.

EVRY

Hervé LE STUNFF Oliver Nusse Guillaume LENOIR Marielle VALERIO-LEPINIEC.

CM : 13h, TD : 10h, Lecture : 2h

Evaluation - Written exam on Course, tutorial sessions and seminar. Rated on 60pts (2 sessions) - Oral exam on article analysis during the Tutorial sessions. Rated on 40pts (one session). This note will be preserved for the second session.

The plasma membrane is a barrier and a specific place of exchange between the cell and its environment. This teaching is focused on the molecular, biochemical and biophysical properties of membrane components (lipids and proteins) and their role in cellular functions. It emphasizes the dynamic of membranes and lipid metabolism and their respective role in cell signaling.
The importance of this dynamic for physiological and pathological processes is illustrated by examples from neuroscience, immunology and endocrinology. Some examples of ongoing research will be presented as a lecture. The unit deals in particular with:
- The membrane proteins and lipids: nature, organization and their role in membrane structure/functions
- The mechanisms of membrane fusion/fission in relation with exocytosis/endocytosis in the context of patho-physiological processes (synapse; entry/exit of a virus)
- The modification of membranes in cellular signaling, in particular through lipid kinases and phosphatases
- The lipids as signaling molecules: in particular role of sphingolipid in pathologies (cancer, diabetes, obesity)
Key words
exo-endocytosis, membrane dynamics, Lipid signaling and transport, pathologies.

Having acquired the basics of biochemistry and cell biology of membranes: general organization membranes, notions on the different types of membrane proteins present in membranes and on their functions. Ability to work in a group.

Molecular biology of the cell Alberts et al. 5th Edition or more recent Molecular cell biology Lodish et al. 5th Edition or more recent Biochemistry Berg et al 5th Edition or more recent.

Février - Mars - Avril.

ORSAY

Bernard MIGNOTTE - bernard.mignotte@uvsq.fr Christophe LEMAIRE - christophe.lemaire@uvsq.fr Isabelle GUENAL- isabelle.guénal@uvsq.fr Sébastien GAUMER- sebastien.gaumer@uvsq.fr Jean-Marc CORSI - jean-marc.corsi@uvsq.fr.

Une semaine est consacrée aux travaux pratiques : étude de l’effet d’un stress génotoxique induit par le Cisplatine, une molécule très utilisée dans l’arsenal chimiothérapeutique anticancereux. Les approches utilisées dans ce TP incluent la culture cellulaire, la microscopie à fluorescence, la cytométrie en flux et l’immunofluorescence. Le but sera d’étudier la cinétique de mortalité des cellules en réponse au cisplatine, de déterminer le type mort cellulaire induit (nécrose ou apoptose) et de caractériser la voie de signalisation impliquée (voie extrinsèque ou intrinsèque).

L'autre semaine est consacrée aux cours et à des analyses d'articles effectuées par les étudiants.

Les voies de signalisation impliquées dans le contrôle du devenir cellulaire sont nombreuses et les dérégulations de ces voies sont impliquées dans de nombreuses pathologies dont les cancers. Cette UE comporte une partie théorique visant à présenter les approches qui ont conduit à la découverte de certaines de ces voies et de leurs dérèglements pathologiques. Elle comporte également une partie pratique sur l'étude de la mort cellulaire induite par un agent anticancéreux.

Programme :
- Apoptose, oncogènes et oncosuppresseurs
- Oncogenèse et signalisation dans les hémopathies myéloïdes. Deux exemples de pathologie : la leucémie aiguë promyélocytaire et la leucémie myéloïde chronique
- Epigenetics of stem cells: from self-renewal to maintenance of differentiation
- Imunologie des tumeurs
- Mort cellulaire, prolifération et homéostasie : la voie Hippo / Apoptose chez la drosophile
- Réponses aux stress du RE

Travaux pratiques : étude de l’effet d’un stress génotoxique induit par le Cisplatine.

Décembre.

MONTIGNY-LE-BRETONNEUX

Fabrice Confalonieri (PU UPSay), Gaelle Lelandais (PU UPSay), conférenciers spécialistes du domaine.

Cours, conférences et analyse d'articles.

Cette unité d’enseignement vise à présenter les concepts et méthodes qui servent de socle aux problématiques de génomique fonctionnelle. Elle sera animée par des spécialistes du domaine. A l’issu de l’enseignement, l’étudiant sera capable de comprendre chez les bactéries et chez différents eucaryotes 1) Les enjeux ayant trait aux différents programmes de séquençage des génomes incluant la métagénomique. 2) Le polymorphisme chez les eucaryotes complexes. 3) Les notions de génome minimal. L'objectif de cette UE est également d’appréhender la dynamique de l’expression des génomes au travers de l’étude du transcriptome (incluant transcription pervasive et ARN non-codants), du protéome, du métabolome, et des interactomes. Ces approches seront complétées par la présentation des stratégies ciblées ou globales de mutagénèse, d’édition des génomes et d’évolution expérimentale. Les méthodes simples pour analyser les masses et l’hétérogénéité des données expérimentales obtenues, leur reproductibilité sera vue dans l’UE « Analyse et valorisation des données omics ».

Génétique et Biologie Moléculaire niveau L3.

Janvier.

ORSAY

Karim Benihoud, Pierre Bobé, Sophie Dupré, Emmanuel Gonzales, Olivier Guittet, Boris Julien, Hervé Le Stunff et Philippe Robin.

L’enseignement est dispensé sous forme de cours et de TD.

Durant les TD, effectués en partie dans les salles d’informatique de l’Université, les étudiants sont répartis par bi/trinôme et réalisent une recherche bibliographique sur un thème donné par un tuteur. Ils identifient avec leur tuteur un article d’intérêt et l’analysent en bi/trinôme avec l’aide de leur enseignant de TD en réalisant une synthèse, une figure et un exposé sur l’article. Après cette étape de compréhension de l’article, les étudiants rédigent ensuite chez eux un manuscrit sur l’article travaillé en TD en vue de sa publication par Médecine/Sciences. Ils sont accompagnés dans ce travail par leur tuteur.

Les cours illustrent à partir d’exemples tirés du fonctionnement de quelques organes ou systèmes, l’importance des mécanismes de signalisation cellulaire en les positionnant dans les contextes physiologique et pathologique. Les TD permettent de se familiariser avec la littérature scientifique de la signalisation cellulaire et sont une initiation à la rédaction d’un article scientifique. Au terme de cette UE, les étudiants devront être capables de :

1. Décrire l’organisation et les principaux types cellulaires du système hépato-bilaire, du système digestif et du système immunitaire inné.

2. Décrire différentes voies de signalisation impliquées dans le fonctionnement des ces organes / systèmes.

3. Citer certaines pathologies concernant les organes / systèmes présentés et expliquer les mécanismes de signalisation cellulaire impliqués.

4. Exécuter une recherche bibliographique autour d’un thème donné.

5. Analyser, synthétiser et exposer le contenu d’un article scientifique.

6. Illustrer par une figure synthétique le contenu de l’article scientifique.

7. Rédiger, avec l’aide d’un tuteur, un manuscrit (résumant l’article scientifique) en vue de sa publication dans Médecine/Sciences.

Les connaissances acquises au cours de l’UE Socle scientifique du Master Biologie-Santé permettent d’avoir les bases nécessaires pour pouvoir suivre cette UE.

- Nouvelles publiées dans Médecine/Sciences. - Revues sur les organes/systèmes étudiés au cours de l’UE.

Février - Mars - Avril.

ORSAY

Nathalie BOUDET, MCU, UEVE, section 66 Christine BALDESCHI, PR, UEVE, section 64.

CM : 16h TD : 9h.

Cours:
- Introduction sur la régulation épigénétique par les ARNs non codants (ARNnc).
- Présentation des différents ARNnc.
- Développement des mécanismes de régulation par les ARNnc chez les animaux.
- Développement des mécanismes de régulation par les ARNnc chez les végétaux.
- Approches thérapeutiques à l’aide de petits ARNnc.

Travaux dirigés :
- Les petits ARN chez les végétaux.
- Approche plus globale et à grande échelle in sillico de la régulation génique par les microARNs.
- Thérapie cellulaire et petits ARNs (cellules souches)
- Thérapie génique et petits ARNs (microARNs, ARNi, oligonucleotides antisens …).

Avoir acquis les bases de biologie moléculaire des eucaryotes (ADN, ARN, Protéine, Transcription, Epissage, dégradation des ARN et Traduction).

Articles de revue scientifiques récents expliquant les fondamentaux et les avancées scientifiques de la régulation de l’expression génique par les ARNs non codants.

Janvier - Février.

EVRY

Pr Sylvain FISSON Dr Michel MALO.

Modalité du contrôle des connaissances (MCC) : - Contrôle continu (CC), lors des séances de TD • Les étudiants seront répartis en équipes (e.g. trinômes). Ils se verront attribuer des molécules clés des voies de signalisation ainsi que des exemples de voies de signalisation, qu’ils étudieront et expliciteront oralement à l’aide d’un support PowerPoint. Chaque équipe devra choisir une voie de signalisation spécifique pour être étudiée plus en détails et dont le mécanisme sera explicité lors d’une soutenance finale à l’aide d’une matérialisation (e.g. maquette) ou d’une virtualisation (e.g. vidéo, animation). • Des contrôles des connaissances ponctuels pourront avoir lieu au cours des différentes séances de TD.

- Partiel de 1re session sous forme d'un examen écrit (EE) et/ou oral (EO) - Partiel de 2nde session sous forme d'un examen écrit (EE) et/ou oral (EO)

Calcul des notes finales (F) : - 1re session: F 1/3 CC + 2/3 EE et/ou EO - 2nde session: F EO et/ou EE.

A l'issue de cet enseignement, les étudiants seront capables :
a) de catégoriser un type de récepteur à partir d’un exemple physiologique
b) d’identifier les molécules clés des principales voies de signalisation
c) de décrire des cascades moléculaires complexes de signalisation et de les simplifier en voies canoniques types
d) d’identifier des inhibiteurs et activateurs pertinents de voies de signalisation précises
e) de synthétiser des informations pour les restituer oralement

Plan des enseignements :
A) Cours magistraux (CM) :
1. Notions fondamentales de signalisation et communication cellulaire (2h)
2. Molécules clés des voies canoniques de signalisation (4h)
3. Inhibiteurs et activateurs des voies de signalisation (2h)
4. Techniques d’exploration des voies de signalisation (4h)
5. Exemples de voies de signalisation (4h)
B) Travaux dirigés (TD) :
- Mises en situation de catégorisation de types de récepteurs et d’identification des molécules clés
- Analyse critique d’illustrations de voies de signalisation et exercices de simplification
- Pilotage du projet de matérialisation ou virtualisation d’une voie de signalisation spécifique.

En amont de cet enseignement, les étudiants devront avoir acquis en Licence (L1, L2, L3), les bases fondamentales de biologie cellulaire, physiologie et biochimie.

Ouvrages (eg. Callen et Perasso, Biologie cellulaire, des molécules aux organismes, Dunod ; Edelstein, Les mécanismes de la transduction du signal en biologie, Fayard ; Gomperts, Kramer et Tatham, Signal Transduction, Elsevier) pour approfondir les fondamentaux. Articles scientifiques (eg. journaux internationaux référencés dans Pubmed, incluant Médecine/Sciences) pour suivre l'actualité des avancées scientifiques, médicales et technologiques.

Novembre.

EVRY

Hervé LE STUNFF Oliver NUSSE Guillaume LENOIR Marielle VALERIO-LEPINIEC Laurence MERY.

Teaching distribution CM : 14h, TD : 11h

Evaluation écrit : épreuve sur les cours, TD et conférences de 1h note sur 60pts, 2 sessions oral : présentation orale, note sur 40pts, 1 seule session, note conservée pour la deuxième session ; 30 min pour un trinôme. Supports autorisés : ordinateur portable ou transparents (un vidéo-projecteur sera fourni).

La compartimentation des cellules permet la séparation de diverses fonctions cellulaires (réplication/transcription, synthèse/maturation des protéines, métabolisme). Cette séparation subcellulaire nécessite des mécanismes d'échanges entre les compartiments qui s'adaptent aux besoins de la cellule.
Dans cette UE sont traités les mécanismes moléculaires du trafic intracellulaire des protéines, lipides, acides nucléiques, glucides et ions. Ces mécanismes seront illustrés à travers plusieurs systèmes modèles en situation physiologique ou pathologique. Des travaux de recherche actuels seront présentés sous forme de conférence.
En particulier seront discuté :
- L'importation et l'exportation nucléaire
- l'importation de protéines dans les organelles à double membrane (mitochondrie)
- la compartimentation et les échanges ioniques.
- le transport vésiculaire et son interaction avec le cytosquelette et les moteurs moléculaires
- le contrôle de la spécificité du transport vésiculaire
- le rôle de courbure membranaire et ses régulateurs
- les contacts membranaires comme modèle de signalisation/transport
Key words
transport vésiculaire, transport intra et inter-organelles, contact membranaire.

Avoir acquis les bases de biochimie et de biologie cellulaire des membranes enseignées en L3 : organisation générale des membranes, notions sur les différents types de protéines membranaires présents au sein des membranes et sur leurs fonctions. Capacité à travailler en groupe.

Molecular biology of the cell Alberts et al. 5th Edition ou plus récent Molecular cell biology Lodish et al. 5th Edition ou plus récent Biochemistry Berg et al 5th Edition ou plus récent Biochimie et biophysique des membranes Shechter (2000) Dunod. ou plus récent Biochimie Générale (Chap.5 Shechter et le Maire) Weil (2009) 11ème édition Dunod ou plus récent.

Février - Mars - Avril.

ORSAY

LAGAUDRIERE-GESBERT Cécile, cecile.lagaudriere-gesbert@universite-paris-saclay.fr REGEARD Christophe, christophe.regeard@universite-paris-saclay.fr ROSSIER Ombeline, ombeline.rossier@universite-paris-saclay.fr Delphine SITTERLIN, delphine.sitterlin@uvsq.fr Chercheurs INRA, APHP.

Cours et conférences (35h) complétés par des séances de travaux dirigés (8h) au cours desquelles sont étudiées et discutées des données issues d’articles scientifiques dans le domaine.

L’objectif de cette UE est de fournir une vision large et ouverte de la virologie, tant au niveau des virus eux-mêmes qu’au niveau de leurs relations avec leurs hôtes. Un cours introductif sur les virus permet de présenter les notions de base et de mettre en lumière la diversité du monde viral.
Deux types de virus sont étudiés : les bactériophages et les virus animaux.
Partie Bactériophages : L’objectif de la partie « bactériophages » est de présenter le monde des virus procaryotiques. Des phages particuliers sont étudiés pour mettre en évidence les aspects importants de leur biologie, incluant l'adsorption, la réplication, l’expression des génomes phagiques et la morphogenèse des phages ainsi que leur rôle dans l’évolution des procaryotes.
Partie Virus animaux :
Présentation des différentes stratégies de réplication des virus à ARN (picornavirus, flavivirus, rhabdovirus, rétrovirus, orthomyxvirus) et ADN (Adénovirus, polyomavirus, papillomavirus et herpes virus), en mettant l’emphase sur différents aspects de la physiopathologie des infections virales, tels que les mécanismes de persistance virale, d’oncogénèse virale, d’adaptation à l’hôte.

Bases en biologie moléculaire, biochimie et biologie cellulaire.

Principles of Virology. Vol I: Molecular Biology, (S.J. Flint et al., Third Edition, ASM Press 2015).

Février - Mars.

ORSAY

Philippe ROBIN Guillaume LENOIR.

L’UE se déroule sur 7 jours pleins consécutifs en salle de travaux pratiques. Les étudiants travaillent en binômes et doivent réaliser une série d’expériences sur une lignée cellulaire (CHO-ETB) qui leur sera confiée le 1er jour et qu’ils devront entretenir tout au long de l’UE. Les expériences réalisées sont les suivantes : analyse par cytométrie en flux de la liaison de l’endothéline à son récepteur (détermination du Kd), mise en évidence et quantification de l’activation des MAP kinases ERK1/2 par western blot (cinétique et dose-réponse), mise en évidence de la sécrétion d’EGF, observation de l’internalisation du récepteur ETB en microscopie à fluorescence. A l’issue des 7 jours de manipulation, les étudiants sont évalués à l’oral sur leur aptitude à présenter leurs résultats. Une seconde partie de l’évaluation consiste en un examen écrit.

L’UE « Voies de transduction du signal » est une UE de travaux pratiques qui vise à illustrer différents points concernant la signalisation cellulaire chez les mammifères, en prenant l’exemple d’une voie de signalisation activée par un récepteur membranaire couplé aux protéines G (récepteur ETB de l’endothéline). Elle permet de découvrir, par la manipulation, des techniques usuelles de ce domaine d’étude, comme la cytométrie en flux, la culture cellulaire ou le western-blot.

Objectifs d’Apprentissage Visés :
-Maintenir une lignée cellulaire de mammifère en culture, de manière autonome
-Réaliser toutes les étapes d’un western blot, de la préparation des échantillons cellulaires à la quantification de l’image résultat
-Adapter un mode opératoire pour concevoir un protocole expérimental
-Préparer et analyser des échantillons par cytométrie en flux
-Analyser la localisation subcellulaire d’une protéine fluorescente à l’aide d’un microscope à fluorescence
-Exploiter et présenter des résultats expérimentaux sous forme de graphes et d’images, et les interpréter
-Présenter ses propres résultats oralement, avec support visuel, en les replaçant dans le cadre de la problématique étudiée.

À quoi sert le système endothéline ? Florence Pinet. 2004. Med Sci. 20 :339 – 345 (https://doi.org/10.1051/medsci/2004203339).

Novembre - Décembre.

ORSAY

Cette UE qui fait intervenir des chercheurs, enseignants-chercheurs et des médecins. Les cours sont regroupés sur une semaine avec un cours (ou un TD) le matin et un après-midi. Les enseignements ont lieu sous forme de cours magistraux et de travaux dirigés disposés en langue française. Les diaporamas des cours sont en français et en anglais. La validation des acquis est établie sur la base d’un examen écrit (question rédactionnelle et analyse de données issues d’un article scientifique récent).

Les stratégies thérapeutiques apparues récemment qui visent à utiliser ou réorienter les réponses immunitaires ont apporté des preuves que ce type d’approche peut constituer la base de traitements d’efficacité remarquable. Leur développement dépendra des avancées en recherche fondamentale et de la meilleure compréhension du fonctionnement du système immunitaire dans son ensemble. De nombreux outils permettent désormais d’extraire, d’analyser et d’implémenter rapidement les données scientifiques obtenues. Les aspects à la fois fondamentaux et translationnels de la recherche en Immunologie moderne seront abordés au cours de cette UE.
A l’issue de cet enseignement, il est attendu que l’étudiant puisse :
-Analyser de façon critique des résultats scientifiques issus d’articles scientifiques en anglais en mobilisant les éléments présentés en cours
-Expliquer les différentes stratégies thérapeutiques présentées en cours et leurs fondements scientifiques.

Avoir des pré-requis solides en immunologie fondamentale niveau licence ou acquises au travers des UEs d’Immunologie Fondamentale de la première année de master. Savoir utiliser les ressources bibliographiques. Avoir la capacité de faire la synthèse d’un article scientifique. Maîtriser l'anglais scientifique.

Ribas A & Wolchok JD Cancer immunotherapy using checkpoint blockade. Science 359, 1350-55, (2018) Demaria et al. Harnessing innate immunity in cancer therapy Nature 574, 45–56, (2019) Wu et al. Remote control of therapeutic T cells through a small molecule–gated chimeric receptor Science 350, aab4077, (2015) Eil et al Ionic immune suppression within the tumour microenvironment limits T cell effector function Nature 537, 539–543, (2016) Kroemer G & Zitvogel L Cancer immunotherapy in 2017: The breakthrough of the microbiota. Nat Rev Immunol 18, 87-88, (2018).

Décembre.

KREMLIN-BICETRE

Morgane Locker Odile Bronchain Emmanuel Culetto Christophe Lefebvre Anne-Marie Pret Isabelle Guénal Marianne Malartre François Agnès.

Cette version en Français de 5 ECTS se déroule sur 15 jours, sous forme de deux "ministages" d'une semaine dans deux laboratoires différents. Dans certains cas, un ministage de 15 jours est proposé dans une équipe lorsque le sujet le justifie.

Les travaux sur l'animal entier, adulte ou en développement, normal ou pathologique, nécessitent le recours à des méthodologies spécifiques. Basé sur 4 modèles animaux, xénope, poisson téléostéen, nématode et drosophile, l'atelier permet aux étudiants d'explorer les thèmes polarité cellulaire et organogenèse, génétique du métabolisme lipidique, prolifération et morphogenèse, neurogenèse, rythme circadien, à l'aide des méthodes de transgenèse, ARN interférents, immuno-détection, western blot, imagerie confocale, microscopie électronique à transmission, imagerie cérébrale en bioluminescence.

None.

Les références spécifiques du ministage sont fournies par le labo d'accueil.

Novembre - Décembre - Janvier.

ORSAY - EVRY - GIF-SUR-YVETTE - MONTIGNY-LE-BRETONNEUX

T. Aubin, H. Courvoisier, L. Duportets, S. Granon, S. Jamain, C. Martin, F. Méry, F. Pain, R. Poirier, F. Rouyer, F. Rybak.

Les enseignements (Cours magistraux et travaux dirigés) ont lieu pendant deux semaines en continu. Il y a en parallèle un travail personnel sur des articles scientifiques.

Les concepts théoriques, les méthodologies et les enjeux de l'étude scientifique du comportement animal sont présentés en s'appuyant sur des problématiques et des exemples de recherche en conditions naturelles et en laboratoire. Cinq thématiques sont particulièrement abordées :
- Bases neurobiologiques et hormonales des comportements : anatomie et évolution du système nerveux ; système neuro-endocrinien des insectes ; olfaction chez les insectes ; olfaction chez les vertébrés
- Communications animales : modalités et fonctions ; stratégies de communication ; vocalisations et interactions vocales chez les rongeurs
- Développement et mise en place des comportements : ontogenèse des comportements ; apprentissages et mémoires
- Bases cellulaires et moléculaires des comportements : bases cellulaires et moléculaires de l’apprentissage et des conditionnements ; perception olfactive et imagerie neuro-fonctionnelle chez les mammifères ; horloges biologiques
- Déterminismes génétiques et environnementaux des comportements : adaptation et évolution des phénotypes comportementaux chez la drosophile ; modèles animaux de troubles psychiatriques.

Avoir validé une UE de type Biologie Animale et/ou Physiologie animale de niveau licence.

Ethologie animale : Une approche biologique du comportement. Coordonné par AS Darmaillacq et F. Levy. Editions de Boeck Cerveau et Comportement. B. Kolb et I.Q. Whisshaw. Editions de Boeck Le comportement animal. L.-A. Giraldeau et F. Dubois. Dunod Cognition animale : Perception, raisonnement et représentations. Coordonné par A-S Darmaillacq et L. Dickel. Dunod Animal Behavior: an evolutionary approach. J Alcock. Sinauer Associates Principles of Animal Communication. J.W Bradbury & S. L. Vehrencamp. Sinauer Associates Handbook of ultrasonic vocalization. A window into the emotional brain. Ed

Novembre - Décembre.

ORSAY

Oliver Nüsse (UPSay) Sylvie Granon (UPSay) Hermann van Tilbeurgh (UPSay) Mohammed Taouis (UPSay) José Luis Vazquez Ibar (CEA) Jean Marie Frachisse (UPSay) Csilla Ducroq (UPSay) Heather McLean (UPSay).

The course (50h) will begin with formal English classes (8h) which will provide students with written and oral skills for constructing and presenting a short, collaborative research proposal. The proposal will be based on one of the topics developed during the series of seminars delivered by invited speakers (16h). Each collaborative proposal will be peer-evaluated by designated reviewers who will lead the discussion period following oral presentation of the project during the directed study sessions (approximately 16h). The remaining course time will be dedicated to preparing the written proposal and the oral presentation.

OAV1
Analyse, interpret and mobilize certain concepts in biology through active participation in group discussions on diverse themes including, second messenger systems, cell-cell communication, behaviour …

OAV2
Show proof of problem solving ability, creativity, critical thinking, a capacity for team work and scientific writing skills through the conception and redaction of a collaborative research project
Describe the state of the art, identify the scientific question(s), conceive experimental paradigms, predict experimental outcomes and justify their importance to the field

OAV3
Deploy public speaking skills, perfected or acquired during the course, in a formal presentation of a research project
Expose and defend a collaborative research project employing presentation skills (optimised slide content, correct phraseology, sign-posting, directive argumentation)

OAV4
Evaluate, criticize and justify scientific arguments
Organize and lead discussions on research projects written and orally presented by peers.

Given that the teaching unit is entirely in English, students are required to attest to a B2 level to participate. Placement tests will be conducted by the language department in early September.

Course material will be distributed to students before the start of the teaching unit by way of the e-campus platform.

Janvier.

ORSAY

Pr. M. Taouis Pr. H. Le Stunff Dr. Y. Benomar.

Les enseignements se dérouleront sur 15 jours.

Notre objectif pédagogique est de présenter aux étudiants les voies de signalisations des principales hormones et leur mode de sécrétion et d'action. En effet, l'enseignement traite: Hypogonadisme; Endocrinologie de la
reproduction : folliculogenèse et spermatogenèse; Régulation hormonale du métabolisme glucidique et lipidique; Empreinte métabolique; Adiponectine et homéostasie énergétique; Régulation hormonale du métabolisme protéique; Rôle du CNTF dans la régulation de la prise alimentaire; Neuroinflammation et hypothalamus; Régulation centrale de la prise alimentaire/ Insuline et leptine; Surrénales; Hypothalamus et lipotoxicité; Biosynthèse des stéroïdes et
récepteurs des hormones stéroïdes; Hormones thyroïdiennes.
Les étudiants analysent des publications scientifiques et les présentent.

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Décembre.

ORSAY

Michel Arock (PU, ENS Paris Saclay), Guillaume Barthole (PRAG, ENS Paris Saclay), Karim Benihoud (PU, Université Paris-Saclay), Pierre Bobé (PU, Université Paris-Saclay), Emilie Guillaume (PRAG, ENS Paris Saclay), Pascale Rialland (PRAG, ENS Paris Saclay), Clémence Richetta (MCU, ENS Paris Saclay).

Cours, travaux expérimentaux et travaux dirigés sont répartis sur les deux semaines. Les travaux pratiques réalisés durant la quinzaine sont : 1)Analyse de l’activation des lymphocytes B par dosage des IgM et des IgA contenues dans le surnageant de splénocytes activés. 2)Analyse de l’activation des LT par cytométrie de flux. 3)Mise en évidence de l’allo-réactivité des lymphocyte T par co-culture de splénocytes issus de souris de fonds génétiques différents (Réaction lymphocytaire mixte unidirectionnelle). Mise en évidence de la présence LT cytotoxiques. 4)Analyse de l’apoptose de thymocytes induite par différents agents (aspects cinétiques/dose réponse). Les étudiants réalisent en groupe de 3 ou 4 une présentation orale de la totalité des résultats expérimentaux de l’un des TP de la quinzaine. L'examen écrit a lieu en fin de semestre.

A l’issue de l’UE, les étudiants devraient être capables de :
- Décrire et expliquer le principe de fonctionnement d’un cytomètre de flux
- Marquer des cellules et les analyser en cytométrie de flux
- Analyser des résultats de cytométrie de flux à l’aide d’un logiciel approprié
- Réaliser des cultures primaires de cellules d’organes lymphoïdes murins
- Décrire et expliquer les modalités de domiciliation des lymphocytes
- Expliquer les bases immunologiques des rejets de greffe
- Décrire et expliquer plusieurs pathologies du système immunitaire : déficits immunitaires, allergies, maladies auto-immunes
- Décrire et comparer les principales méthodes d’étude de l’activation des sous-populations lymphocytaires B et T
- Analyser et présenter de manière intégrée et rigoureuse les résultats expérimentaux obtenus en travaux pratiques lors d’une présentation orale.
- Analyser et interpréter des résultats expérimentaux tirés d’articles scientifiques portant sur les thèmes et techniques abordés en cours et en travaux expérimentaux durant l’UE.

Licence sciences de la vie Avoir suivi au moins une UE en L3 ou M1 en immunologie.

Janeway's Immunobiology, 9th edition Kuby Immulology, 8th Edition.

Mai - Juin.

GIF-SUR-YVETTE

Valérie Chaudru Elisabeth Teixeira.

14h de CM 2h de séminaires de chercheurs invités 9h TD sous forme d’exercices d’application d’études d’association et d’études de liaison génétique DS sous forme de qcm numérique et évaluation de la participation aux questions lors des séminaires.

-Identifier les méthodes d’analyses génétiques à mettre en oeuvre selon une problématique
-Réaliser une étude d’association génétique
-Réaliser une étude de liaison génétique
-Décrire des méthodes de production de données génétiques à grande échelle
-Énu.

Bases de la génétique formelle.

Laird N. M., Lange C. The Fundamentals of Modern Statistical Genetics. Springer. Hardcover, 2011, 226 p. ISBN 978-1-4419-7338-2 Gibson G, Muse S.V. Précis de Génomique. De Boek. 2004, 347p. ISBN 9782804143343.

Novembre - Décembre - Janvier.

EVRY

Elisabeth Teixeira Valérie Chaudru Mariela Duarte.

10h (7h + 3h) de Travaux pratiques humides en laboratoire 12h de Travaux pratiques en salle machine 2h30 de restitution orale + 30min de QCM individuel.

L’objectif de cette UE est d’appliquer différentes méthodes pour caractériser les facteurs génomiques de maladies complexes. A l’issue de cette UE, l’étudiant sera capable de :
-Utiliser la discrimination fluorescente pour déterminer les allèles de marqueurs SNPs
-Collecter et analyser les données expérimentales obtenues
-Pratiquer une recherche dans les bases de données dédiées pour comparer avec les données produites
-Réaliser une analyse de liaison et une analyse d’association génétique sur machine
-Détecter des variants génomiques avec des outils informatiques à partir de données NGS
-Extraire et présenter les conclusions de l’étude à l'oral

Plan concis:
1.Introduction
a.Définir une maladie complexe
b.Détailler les méthodes utilisées pour caractériser les facteurs génomiques d’une maladie complexe
c.Énoncer les objectifs et avantages des différentes méthodes envisagées
2.Production de données génomiques en laboratoire (génotypage de SNPs et contrôles qualités)
3.Analyse de données génomiques (recherche de variant à partir de données NGS, liaison, association)
4.Réaliser une synthèse des différentes analyses à l’oral.

Bases de la génétique formelle et bases de la biologie moléculaire.

Gibson G, Muse S.V. Précis de Génomique. De Boek. 2004, 347p. ISBN 9782804143343.

Novembre - Décembre - Janvier.

EVRY

Pr. Bruno Colombo, UEVE, section 65 CNU Pr. Sylvain Fisson, UEVE, section 65 CNU.

Modalité du contrôle des connaissances (MCC) : -Contrôle continu (CC) : •Les étudiants seront répartis en équipes (e.g. trinômes). Ils devront choisir un article scientifique et une revue proposés par les enseignants et présenter oralement, à l’aide d’un support PowerPoint, le contenu de l’article en explicitant la pertinence des techniques utilisées. •Des contrôles des connaissances ponctuels pourront avoir lieu au cours des différentes séances de TD. -Partiel de 1re session sous forme d'un examen écrit (EE) -Partiel de 2nde session sous forme d'un examen écrit (EE) et/ou oral (EO)

Calcul des notes finales (F) : -1re session: F 1/3 CC + 2/3 EE -2nde session: F EE et/ou EO.

A l’issue de cet enseignement, les étudiants auront approfondi leurs connaissances dans trois phénomènes fondamentaux de l'immunologie : la différenciation lymphocytaire (exemple: la différenciation des lymphocytes T et de la sélection thymique), la mise en place de la réponse immunitaire innée et de la réponse immunitaire adaptative. Ils sauront identifier les molécules et les cellules impliquées dans ces phénomènes.
Les étudiants sauront aussi décrire les applications des technologies utilisées en immunologie fondamentale et dans l'mmunomonitorage. Ils sauront ainsi expliquer le choix de la technique la plus adaptée pour répondre à une question immunologique.
Enfin, les étudiants seront capables de présenter à l’oral un article scientifique et de discuter de manière critique le choix de l’approche méthodologique utilisé par les chercheurs.
Plan des enseignements :
A) Cours Magistraux :
1. Cellules et molécules impliquées dans la différenciation lymphocytaire
2. Cellules et molécules impliquées dans la réponse immunitaire innée
3. Cellules et molécules impliquées dans la réponse immunitaire adaptative
4. Immunotechnologies
5. Immunomonitorage
B) Travaux Dirigés :
Les TD seront proposés sous forme d'analyses d'articles en relation avec les sujets développés en CM.

Les étudiants devront avoir acquis, en amont de cet enseignement, les bases fondamentales de l'immunologie, notamment en ayant suivi l'UE de "Physiologie du système immunitaire" (UEVE) ou une UE d'immunologie fondamentale dispensée dans d'autres universités en M1 et/ou en Licence. Notamment les étudiants devront être capables de décrire les phénomènes fondamentaux de l'immunologie cellulaire et moléculaire.

Différents ouvrages d'immunologie et immunobiologie (e.g. Livres de l'ASSIM, Janis Kuby, Ivan Roitt, David Male, Charles Janeway). Articles scientifiques récents et anciens, pour expliquer les fondamentaux et les avancées scientifiques.

Janvier.

EVRY

Pierre BOBE (PR, Paris-Sud), Géraldine SCHLECHT-LOUF (MC, Paris-Sud), Karim BENIHOUD (PR, Paris-Sud), Olivier DELLIS (MC, Paris-Sud), Marie DUFRESNE (PR, Paris-Sud), Clémence RICHETTA (MC, ENS Paris-Saclay) et intervenants extérieurs.

L’enseignement est dispensé sous forme de cours (35h) et de TD (15h).

Les cours correspondent à des séminaires abordant des thèmes spécialisés du fonctionnement du système immunitaires : inflammasome, organogénèse lymphoïde, présentation antigénique, cellules natural killer, cellules NKT, synapse immunologique…

Les travaux dirigés permettent de guider les étudiants dans la préparation d’un projet tutoré réalisé en binôme/trinôme. Ce projet proposé par un chercheur ou enseignant-chercheur est une étude bibliographique sur un sujet de stage potentiel. Le travail personnel réalisé fera l’objet d’une présentation orale.

Cette UE a pour objectif d’acquérir une formation approfondie en immunologie. Elle comprend des cours/séminaires sur les acteurs moléculaires (récepteurs de reconnaissance de pathogènes, inflammasome, cytokines, synapse immunitaire) et cellulaires (NKT, DC, NK) des réponses immunitaires ainsi que sur différents mécanismes immunologiques (sélection thymique, tolérance…). Parallèlement aux cours, les étudiants réaliserons un projet tutoré qui leur permettra d’avoir un premier contact avec des laboratoires de recherche en immunologie.

A l’issue de cet enseignement, les étudiants devront être capables de:
1/ Définir les différents mécanismes moléculaires et les populations cellulaires spécialisées du système immunitaire ;
2/ Concevoir les étapes d’un projet de recherche au regard des connaissances fournies par la littérature scientifique ou/et issues des résultats du laboratoire de leur tuteur de projet ;
3/ Présenter le travail personnel réalisé et répondre de façon argumentée aux questions relatives à ce travail;
4/ Identifier les différents laboratoires dans le domaine de l’Immunologie dans lesquels ils seraient susceptibles d’acquérir un expérience pratique de la recherche.

Cette UE s'adresse aux étudiants ayant déjà suivi un enseignement d’initiation à l’Immunologie en L3 ou/et en M1.

Février - Mars - Avril.

ORSAY - GIF-SUR-YVETTE

Pr Sylvain FISSON Pr Bruno COLOMBO.

Modality of the control of the knowledge (MCC): - Continuous Control (CC) during workshop sessions • Students will be divided into teams (e.g. trinomials). They will have to choose a scientific article and a review proposed by the teachers and present orally, with the help of PowerPoint support, the content of the article by explaining the relevance of the question asked and the experimental strategy implemented. • Spot checks may be conducted during the various working sessions. - 1st session semester in the form of a written examination (EE) - 2nd session semester in the form of a written exam (EE) and/or oral exam (EO)

Calculation of the final grades (F): - 1st session: F 1/3 CC + 2/3 EE - 2nd session: F EE and/or EO.

At the end of this course, students will be able to:
a) describe the components of the immune system (molecules, cells, tissues and organs) as well as the underlying mechanisms associated with its dysfunction
b) to argue about the role played by the immune system in different types of vaccination strategies, as well as during tissue transplants
c) to clarify the role of immunosurveillance of the immune system limiting the emergence of cancers
d) to analyze, interpret and describe the results presented in scientific articles

Lesson plan:
A) Lectures (CM):
1. Allergies (2h)
2. Mucosal immunity (2h)
3. Anti-infectious immunity (2h)
4. Vaccination strategies (2h)
5. Autoimmune diseases (2h)
6. Anti-tumor immunity (2h)
7. Immunodeficiencies (2h)
8. Transplantations (2h)
B) Tutorials (TD):
- Analysis of scientific articles on topics developed in the lessons.

Upstream of this course, students should have acquired the basic bases of Immunology, in particular by having followed the unit "Physiology of the Immune System" (UEVE) or another unit of fundamental immunology (M1 and/or Licence-Bachelor). In particular, students should be able to identify the main cells and molecules involved in immune responses. They should also be able to describe the main physiological mechanisms of innate and adaptive immunity.

Books on immunology and immunobiology (e.g. ASSIM books, Janis Kuby, Ivan Roitt, David Male, Charles Janeway). Recent and old scientific articles, to explain the fundamentals and the scientific advances.

Février - Mars.

EVRY

Pr. Sylvain FISSON Pr. Bruno COLOMBO.

Modalité du contrôle des connaissances (MCC) : - Contrôle continu (CC), lors des séances de TD • Les étudiants seront répartis en équipes (e.g. trinômes). Ils devront choisir un article scientifique et une revue proposés par les enseignants et présenter oralement, à l’aide d’un support PowerPoint, le contenu de l’article en explicitant la pertinence de la question posée et de la stratégie expérimentale mise en œuvre. • Des contrôles des connaissances ponctuels pourront avoir lieu au cours des différentes séances de TD. - Partiel de 1re session sous forme d'un examen écrit (EE) - Partiel de 2nde session sous forme d'un examen écrit (EE) et/ou oral (EO)

Calcul des notes finales (F) : - 1re session: F 1/3 CC + 2/3 EE - 2nde session: F EE et/ou EO.

A l'issue de cet enseignement, les étudiants seront capables :
a) de décrire les composantes du système immunitaire (molécules, cellules, tissus et organes) ainsi que les mécanismes sous-jacents associés à son dysfonctionnement
b) d'argumenter sur le rôle joué par le système immunitaire dans différents types de stratégies vaccinales, ainsi que lors de transplantations tissulaires
c) d’expliciter le rôle d’immunosurveillance du système immunitaire limitant l’émergence de cancers
d) d'analyser, interpréter et décrire les résultats présentés dans des articles scientifiques

Plan des enseignements :
A) Cours magistraux (CM) :
1. Allergies (2h)
2. Immunité des muqueuses (2h)
3. Réponses immunitaires anti-infectieuse (2h)
4. Stratégies vaccinales (2h)
5. Maladies autoimmunes (2h)
6. Immunité anti-tumorale (2h)
7. Immunodéficiences (2h)
8. Transplantations (2h)

B) Travaux dirigés (TD) :
- Analyses d'articles scientifiques portant sur les sujets développés en CM.

En amont de cet enseignement, les étudiants devront avoir acquis les bases fondamentales de l'Immunologie, notamment en ayant suivi l'UE de "Physiologie du Système Immunitaire" (UEVE) ou une autre UE d'immunologie fondamentale de M1 et/ou de Licence. Notamment les étudiants devront être capables d'identifier les principales cellules et molécules impliquées dans les réponses immunitaires. Ils devront aussi être en mesure de décrire succinct ment les principaux mécanismes physiologiques de l’immunité inné et adaptative.

Différents livres d'immunologie et immunobiologie (e.g. Livres de l'ASSIM, Janis Kuby, Ivan Roitt, David Male, Charles Janeway). Articles scientifiques récents et anciens, pour expliquer les fondamentaux et les avancées scientifiques.

Février - Mars.

EVRY

Enseignants-chercheurs et Chercheurs INSERM.

Les enseignements de cette UE "massée" auront lieu au 1er semestre, lors de la semaine 51 (5 jours, matin et après-midi). Les cours auront lieu à la Faculté de Médecine (Kremlin-Bicêtre).

Les enseignements seront illustrés à partir de données expérimentales scientifiques récentes et mettront l'accent sur des techniques expérimentales utilisées pour étudier les grands mécanismes enseignés pendant les cours (thrombose hémorragie, angiogenèse, fonctions vasculaires), et la formation par la recherche.

Les étudiants seront évalués à l'issue de la semaine de cours par un examen écrit comprenant des questions de cours et une analyse sucincte d'une figure d'article scientifique.

A l'issue de l'UE, les étudiants devraient être capables de décrire les grandes fonctions du vaisseau sanguin (maintien de l'intégrité vasculaire et fluidité du sang, perméabilité vasculaire, inflammation, angiogenèse, régulation du tonus vasculaire) et de proposer des modèles d'études de ces fonctions.

A l’issue de l’UE, les étudiants devront expliquer le rôle majeur joué par les vaisseaux sanguins (l’endothélium vasculaire en particulier, mais également les cellules périvasculaires et les cellules/protéines circulantes) dans l’établissement ou l’exacerbation d’un nombre varié de pathologies thrombotiques, hémorragiques, inflammatoires, ou autres (cancer, maladies infectieuses).

L’ensemble des enseignements de l’UL permettra aux étudiants de savoir expliquer comment et pourquoi la fonction vasculaire peut apparaitre comme une cible thérapeutique et diagnostique de choix dans ces pathologies.

Finalement, grâce à une approche pédagogique basée sur la formation par la recherche, les étudiants devront être capables d’interpréter des résultats d’études scientifiques et de concevoir eux-mêmes des expériences simples.

Les étudiants devront maîtriser les principes de base de biologie moléculaire et cellulaire, de biochimie, d'enzymologie et de physiologie (vaisseaux, coeur, poumons, cerveau).

Décembre.

KREMLIN-BICETRE

Dr. Michael Schumacher, Dr. Elisabeth Traiffort, Pr. Philippe Remy, Dr. Romain Colle, Dr Philippe Sitbon, Dr. Yvette Akwa, Pr. Denis Ducreux, Pr. Hervé Daniel, Dr. Micaela Galante, Dr. Marcel Tawk, Dr. Clovis Adam, Dr. Vanessa Chalumeau, Dr. Mehdi Touat, Dr. Rima Haddad, Dr. Ken Olaussen et Dr. Abdel Ghoumari.

OAV: Connaitre l’ensemble des approches fondamentales et cliniques, consacrées à l'étude des bases neuronales des fonctions cérébrales, normales ou pathologiques.
Plan:
-Connaître le développement et la relation structure fonction des différentes du SN.
-Classifier et comprendre le fonctionnent des organes de sens
-Décrire le poisson zèbre comme modèle d’étude du SN.
-Décrire les caractéristiques des cellules souches neurales et leur utilisation dans les désordres neurologiques.

-Comprendre l’imagerie anatomique et fonctionnelle (scanner, TEP, IRMf…) et son application en neuropathologie; Traitement d’images.
-Décrire l’utilité des neurotrophines et des neurostéroïdes dans le développement des cellules neurales.
-Décrire les propriétés fondamentales de la transmission synaptique

-Décrire les caractéristiques générales de certaines maladies neurodégénératives (Alzheimer, Parkinson, Huntington et sclérose en plaques)
-Décrire les aspects fondamentaux et cliniques de la dépression
-Définir et classifier les différents types de douleur
-Comprendre les mécanismes moléculaires des tumeurs cérébrales.
Analyses d’articles: Apprendre à analyser, critiquer et présenter à l’oral des données scientifiques.

Livres et sites à consulter: -Neurosciences - A La Découverte Du Cerveau - Mark F.BEAR, Barry W.CONNORS, Michael A.PARADISO -Bases de neurosciences - Neuroanatomie fonctionnelle -Neurosciences, 5ème édition, De bock -ATLAS DE NEUROSCIENCES HUMAINES DE NETTER -quelques sites internet tels que: http://lecerveau.mcgill.ca; http://www.embryology.ch; https://www.sfn.org; https://www.ncbi.nlm.nih.gov; pubmed; https://www.frcneurodon.org; http://neuro-psi.cnrs.fr;...

Octobre - Novembre - Décembre.

KREMLIN-BICETRE

Novembre - Décembre - Janvier.

ORSAY - KREMLIN-BICETRE

Bernard MIGNOTTE - bernard.mignotte@uvsq.fr Isabelle GUENAL- Isabelle Guénal@uvsq.fr Jean-Marc CORSI - jean-marc.corsi@uvsq.fr.

Modalités pédagogiques : 8 jours de présentiel (10 demi-journées de cours et 6 demi-journées de présentation d'analyse d'article devant le groupe de TD).

Ces dernières années, les recherches sur le vieillissement et le contrôle de la longévité ont beaucoup progressé en grande partie grâce à l'étude de systèmes modèles.
L'objectif de cette UE est de présenter et d'analyser ces nouvelles données en mettant l'accent sur l'apport des différents modèles et sur la comparaison des mécanismes impliqués dans le vieillissement et le contrôle de la longévité.

Programme :
-Biologie comparée du vieillissement
-Apoptose, sénescence et vieillissement des cellules de mammifères
-Vieillissement et stress oxydant
-Vieillissement neuronal
-Système immunitaire et vieillissement
-Vieillissement du tissu musculaire squelettique
-Autophagie, mort cellulaire et sénescence chez les plantes
-Vieillissement et santé publique : approche épidémiologique.

Février - Mars - Avril.

MONTIGNY-LE-BRETONNEUX

Le but de la présente unité d’enseignement qui se déroule d’octobre à décembre sur une durée de trois mois, est d’étudier les phases du développement des cellules normales et les processus menant aux cancers. La prolifération et la différentiation cellulaires sont étudiées au niveau fonctionnel et moléculaire. Sont enseignés la classification des tumeurs, l’oncogenèse et les stratégies anti-tumorales.Les cours sont dispensés par des enseignants, médecins et ou chercheurs, spécialistes des sujets qu’ils traitent, issus des grands instituts et universités, parmi lesquels l’INSERM, le CNRS, le Collège de France, l’Institut Pasteur, l’Institut Cochin, l’Institut Curie, les Universités de Paris, d’Ile de France et de Province. Les cours ont lieu à l'Hôpital Paul Brousse, dans la salle de conférence située au bâtiment Lavoisier à Villejuif.

L’Unité d’enseignement est divisée en deux parties ; la première, intitulée Mécanismes de la Différentiation et de la Prolifération Cellulaire, comprend l’enseignement des facteurs de croissance et leur récepteurs, des voies de transduction des signaux cellulaires depuis la surface cellulaire jusqu’aux gènes, des facteurs de transcription, de la transcription des gènes et ses régulations, du cycle de division cellulaire, des régulations du tandem prolifération/différenciation, des molécules d’adhérence cellulaire, des cytokines et leurs récepteurs, ainsi que les cellules souches. Les perturbations de la physiologie cellulaire participant à l’oncogénèse composent la deuxième partie de l’Unité d’enseignement. Cette partie, intitulée Mécanismes de l’oncogenèse et stratégies anti-tumorales comprend l’étude des oncogènes et gènes suppresseurs de tumeurs, des diverses atteintes et mécanismes de réparation de l’ADN, de l’apoptose et l’autophagie. La régulation de la différenciation et ses aspects pathologiques sont présentés dans le modèle de l’hématopoïèse. Enfin, sont enseignées les diverses étapes de la cancérogénèse et les thérapeutiques anticancéreuses dans ses aspects fondamentaux.

Octobre - Novembre - Décembre.

Catherine Berrier, PU Micaela Galante, MCU Sabir Jacquir, PU.

Cette UE de 25h est composée de 18h de cours et de 7h de travaux dirigés. Les séances de travaux dirigés sont vouées à résoudre des exercices basés sur des extraits de publications scientifiques et à l’analyse d'articles.

OAV1. Mettre en relation structure et fonctionnement des canaux ioniques
-Maitriser les concepts de base d’électrochimie et d’électrophysiologie nécessaires à la compréhension des propriétés électriques des membranaires.
-Expliquer les principes et les méthodes d’étude électrophysiologique des canaux ioniques.
-Relier les paramètres étudiés en électrophysiologie au mode d’action moléculaire des canaux ioniques.
OAV2. Décrire les principes de la communication intercellulaire dans le système nerveux et schématiser les étapes qui portent à la libération des neurotransmetteurs.
-Maîtriser les concepts fondamentaux de la Neuropharmacologie Moléculaire (affinité, activité et efficacité d’un médicament, courbe dose-effet, caractéristique liaison-effet, ..).
-Décrire les mécanismes de libération de neurotransmetteurs (transmission cholinergique).
OAV3. Décrire et schématiser les caractéristiques des récepteurs ionotropiques du glutamate et comparer leurs rôles à la synapse.
-Décrire la structure et caractériser les propriétés électrophysiologiques/pharmacologiques des récepteurs de type AMPA et NMDA.
-Décrire la coopération entre ces deux types de récepteurs à la synapse et leur implication dans la plasticité synaptique à long terme.

Architecture fonctionnelle et anatomique du neurone, structure de la membrane plasmique.

Physiologie du neurone, Tritsch-Chesnoy-Marchais-Felz, Ed. Doin. Biochimie et Biophysique des membranes, E. Shechter, Ed. Dunod. Cellular and Molecular Neuropharmacology, C. Hammond, Ed. Academic Press. From Molecules to networks, an introduction to Cellular and Molecular, J. H. Byrne-J. L. Roberts, Ed. Academic Press. Neurosciences, M. F. Bear-B. W. Connors-A. Paradiso, Ed. Pradel. Synapses, T. C. Südhof-C. F. Stevens, Ed. W. Maxwell CowanHoward Hughes Medical Institute.

Décembre.

ORSAY

Micaela Galante (UPSay) Emmanuel Culetto (UPSay) Valérie Enderline (UPSay) Jean-René Martin (CNRS) Sylvie Granon (UPSay) Daniel Shultz (CNRS) Isabelle Ferezou (CNRS) Heather McLean (UPSay).

L’UE est composée de cours magistraux (40h) et de travaux dirigés (10h) dispensés par des intervenants (enseignants-chercheurs et chercheurs). Les travaux dirigés sont essentiellement consacrés à l’analyse et la présentation des articles scientifiques illustrant des thèmes traités en cours. Les séances se dérouleront sous forme de présentation classique des articles ou sous forme de table ronde (travail de mise en débat de l’analyse par groupe avant une restitution collective). Un objectif majeur de ces séances est de raffiner les savoir-faire relatifs à la communication à travers des discussions collectives. Les cours magistraux et les travaux dirigés seront dispensés en français ou en anglais.

OAV1
Décrire et formaliser les fondements de la perception sensorielle
Mobiliser et restituer des connaissances sur la transduction, l’intégration et le codage de stimuli sensoriels (auditif, somesthésique, olfactif et visuel) par le système nerveux (modèles vertébrés et non-vertébrés)

OAV2
Enumérer le rôle de différents réseaux neuronaux à la base de divers comportements intégratifs
Analyser et interpréter des données expérimentales pour démontrer le rôle de certaines structures dans l’activité locomotrice et l’apprentissage moteur (cervelet)

OAV3
Illustrer et restituer des connaissances sur des mécanismes neurobiologiques, neurochimiques, cellulaires et moléculaires fondamentaux de la mémoire et la prise de décision dans des conditions normales et pathologiques

OAV4
Evaluer, critiquer et valoriser des arguments scientifiques représentant les avancées les plus récentes dans les domaines de recherche traités en cours
En s’appuyant sur les enseignements dispensés, l’étudiant sera capable d’interpréter, d’analyser et d’argumenter des articles scientifiques, afin de pouvoir animer une discussion scientifique, tout en gardant un esprit à la fois ouvert et critique.

Connaissances de neurobiologie cellulaire et de neuroanatomie fonctionnelle niveau licence 3ième année (voir bibliographie).

Les étudiants en Master 1 doivent avoir acquis en amont des connaissances basiques du système nerveux. Pour aider à la consolidation des connaissances, les livres suivants peuvent être utiles : Les bases de neurobiologie cellulaire : Physiologie du Neurone. Tritsch, Chesnoy-Marchais, Feltz. Editions Doin Les bases des systèmes sensoriels : Neurosciences : A la découverte du cerveau. Bear, Connors, Paradiso. Editions Pradel

Les articles de revue, publiés dans des journaux scientifiques réputés (et en langue anglaise) peuvent être mis à la disposition des étudiants.

Février - Mars - Avril.

ORSAY

Laurent Becquemont, PU-PH Denis David, PU Alexis Faure, MCU Micaela Galante, MCU Sylvie Granon, PU Heather McLean, MCU.

Cette UE a pour objectif d'illustrer au travers d'approches multi-échelles (analyses comportementales, études biochimiques, approches électrophysiologiques,...), appliquées à différents modèles (homme et rongeur), les mécanismes fondamentaux qui contrôlent l'addiction et la dépression. Le module d’enseignement est composé de 18h de CM et 7h de TD. Les TD prendront principalement une forme de pédagogie inversée : les étudiants élaboreront et expliqueront certaines notions de cours d’une façon collective, avec l’accompagnement des enseignants.

OAV1. Illustrer les mécanismes fondamentaux qui contrôlent l’addiction.
-Mémoriser les structures cérébrales, les réseaux de neurones et les principaux neurotransmetteurs impliqués dans l’addiction.
-Définir l’addiction aux drogues et les addictions comportementales.
-Décrire les principaux modèles animaux de l’addiction.

OAV2. Définir les circuits de la récompense.
-Mémoriser le concept de motivation et l’appliquer aux modèles expérimentaux courants.
- Enumérer les structures cérébrales et les neuromodulations impliquées dans la motivation et formuler leur organisation et fonction.

OAV3. Décrire l’action des antidépresseurs chez l’homme et dans des modèles animaux de dépression.
-Définir les épisodes dépressifs caractérisés et les différentes classes d’antidépresseurs.
-Décrire différentes approches pré-cliniques permettant d’étudier des réseaux neuronaux impliqués dans les épisodes dépressifs caractérisés.

OAV4. Rappeler l’implication des récepteurs sérotoninergiques, GABAergiques et purinergiques (adénosine) dans la Physiopathologie.

Pour saisir la globalité de cette UE, il serait préférable que l’étudiant ait des connaissances en Neurobiologie cellulaire et Neuroanatomie qui relèvent d’un niveau de la 3ième année de Licence.

Articles scientifiques et revues ad hoc seront mis à disposition par les intervenants.

Février - Mars.

ORSAY

Enseignants en 2019 Ronald MELKI, CEA Marine EUVRARD, INSERM Jean-Christophe PONCER, INSERM Jean LIVET, INSERM Hervé TRICOIRE, CNRS Vincent ROBERT, INSERM Cyril HANUS, INSERM Serge BIRMAN, CNRS François TRONCHE & Sébastien PARNAUDEAU, CNRS Karim BENCHENANE, CNRS Michel BOTTLAENDER, CEA Florence NOBLE, INSERM Brice BATHELLIER, CNRS Christelle ROCHEFORT, CNRS.

Ce cours de deux semaines sera axé sur la physiopathologie des maladies psychiatriques et neurodégenératives (maladies communes de prévalence> 1% de la population, pour chacune). Ces dernières années ont vu de grandes avancées dans la compréhension des bases de leur physiopathologie, avec la mise au point de stratégies génétiques (séquençage et Genome Wide Association Study-GWAS), nouveaux modèles animaux, biologie des systèmes, neurones humains dérivés des fibroblastes des patients (iPSC pour Induced Pluripotent Stem Cell).

Seront présentés les bases physiopathologiques de ces maladies communes à partir des connaissances les plus actuelles et ce, à des niveaux multiples d’échelle.

Thématiques des cours :autisme, addiction, schizophrénie, troubles bipolaires, maladies neurodégénératives de type Parkinson et Alzheimer.

A la fin de cette UE, les étudiants doivent être capables de :
1. Décrire et expliquer les bases physiopathologiques des maladies neuropsychiatriques et neurodégénératives
2. Expliquer le fonctionnement neuronal aux différents niveaux d’organisation du système nerveux : moléculaire, subcellulaire, cellulaire, réseaux neuronaux et interactions entre réseaux neuronaux (approche multi-échelle).
3. Expliquer le dysfonctionnement neuronal aux différents niveaux d’organisation du système nerveux : moléculaire, subcellulaire, cellulaire, réseaux neuronaux et interactions entre réseaux neuronaux, pour chacune de ces maladies (approche multi-échelle).
4. Décrire et expliquer les approches translationnelles qui permettent de comparer les études physiopathologiques chez l’homme et chez l’animal, en particulier chez la souris.
5. Concevoir un exposé clair et construit (à l’écrit et à l’oral) répondant à une problématique relative au thème de l’UE.
6. Présenter un exposé clair et construit correspondant à l’analyse d’un article de recherche relatif au thème de l’UE (article de Nature ou Science).
7. Rédiger une synthèse structurée et argumentée répondant à un sujet autour des thématiques de l’UE.

Connaissances de base en génétique et en neurobiologie (Suivi de modules de génétique et de neurobiologie en licence).

Purves et al. (2018) Neuroscience Editor: Sinauer Associates Is an Imprint of Oxford University Press. 6th edition

Bear, M.F., Connors, B., Paradiso, M. (2006). “Neuroscience: Exploring the Brain.” . Lippincott Williams & Wilkins. 3rd Edition

Kandel, E.R., Schwartz, J.H., Jessell, T.M. (2012) Principles of Neural Science Author(s) Publisher McGraw-Hill 5th Edition.

Janvier.

GIF-SUR-YVETTE

Chercheurs INRA, INSERM, AgroParisTech : O.Rampin, C.Baly, C.Cherbuy, V.Tolle, O.Davidenko, L.Naudon, M.Thomas, G.Champeil-Potokar, C.Chaumontet, D.Rousseau-Ralliard, H.Blottière.

L'UE a lieu tous les lundis matins (plage horaire max 9h-12h45) de début février à début avril (sauf la semaine de vacances de février), sur le campus universitaire de Versailles. L'examen terminal est une session écrite d'1h30 comportant plusieurs questions de cours et une analyse de résultats expérimentaux; il a lieu mi-avril.